Məlumat

Canlı hüceyrələr elektron mikroskopiya ilə təsvir edilə bilərmi?

Canlı hüceyrələr elektron mikroskopiya ilə təsvir edilə bilərmi?



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

2009-cu ilin oktyabrından bu məqaləyə əsasən, http://news.mit.edu/2009/electron-microscope

"Elektron mikroskoplar ən güclü mikroskop növüdür, hətta ayrı-ayrı atomları belə ayırd edə bilir. Lakin bu mikroskoplar canlı hüceyrələrin təsviri üçün istifadə edilə bilməz, çünki elektronlar nümunələri məhv edir".

"İndi, MİT dosenti Mehmet Fatih Yanik və tələbəsi William Putnam, elektronların obyektləri uzaqdan hiss etməsinə imkan verən kvant mexaniki ölçmə texnikasından istifadə edərək bu məhdudiyyəti aradan qaldıra biləcək yeni bir sxem təklif edirlər. Zərərlərin qarşısı alınacaq, çünki elektronlar əslində heç vaxt olmayacaqdır. təsvir olunan obyektlərə vurun."

Canlı hüceyrələri elektron mikroskopla təsvir etmək hələ mümkündürmü? Yoxdursa, bu istiqamətdə hər hansı irəliləyiş varmı?


Gördüyüm qədəri ilə bu, mənim sahəm olmasa da, sadəcə təklif olaraq qalır, ona görə də ola bilsin ki, kimsə haradasa konfransda nəticələr təqdim edib.

Orijinal sənədin sitatlarına nəzər salaraq [Qarşılıqlı təsirsiz kvant ölçmələri ilə qeyri-invaziv elektron mikroskopiyası, Putnam və Yanik Phys. Rev. A 80, 040902(R)], deyəsən, heç bir eksperimental tətbiq yoxdur: https://scholar.google.com/scholar?cites=17617747827527972037

Bağladığınız xəbərdən: “[Yanik] işin növbəti beş il ərzində prototipə səbəb ola biləcək eksperimental səylərə başlayacağını gözləyir.” Vaxt təxminləri etmək haqqında yaxşı bir xatırlatma!


Canlı hüceyrələri EM ilə təsvir etmək hələ mümkün olmasa da, canlı təsvir etmək mümkündür heyvanlar. Məsələn, Ishigaki et al. (2012) təsviri canlı gənələr (Hemaphysalis flava) skan edən elektron mikroskopiya ilə. Onlar hətta kameraya girdikdən sonra gənələrin ayaqlarını mikroskopda təxminən 1 dəqiqə hərəkət etdirdiyini görə bildilər. Mikroskopun içindəki vakuumdan çıxarılan gənələr hələ də sağ idi. Vakuum və elektron şüasına məruz qalanların yarısı növbəti iki gün ərzində öldü, qalanları isə ən azı iki həftə daha sağ qaldı. Göründüyü kimi, yalnız vakuumun içərisinə qoyulan gənələrin hamısı sağ qaldı. Yalnız yüksək enerjili elektron şüası ilə partladıldıqda onların ölmək şansları artdı.

SEM-də canlı gənələr
Diqqət yetirin ki, B-F panellərində miqyas çubuqları $mm$ deyil, $mu m$ olmalıdır.

Bu elektron mikroskopiya ilə canlı orqanizmlərin təsvirində uğur qazanan ilk tədqiqat deyil; bu Pease və başqaları idi. 1966-cı ildə. Belə görünür ki, bəzi həşəratlarda ionlaşdırıcı şüa “hüceyrədənkənar maddələrin” polimerləşməsini qoruyucu “nano-kostyum” kimi çıxış edən nazik (~5 $mu$m) membrana çevirir (Takaku et al. 2013) . Takaku və başqaları. (2013) geniş istifadə olunan səthi aktiv maddə olan polisorbat 20-dən istifadə etməklə oxşar qoruyucu nazik membranın əmələ gəlməsinə səbəb ola bilər. Bənzər "nano-kostyumların" meydana gəlməsini süni şəkildə stimullaşdırmaq, kvant mexaniki ölçmələrə etibar etməkdənsə, canlı hüceyrələri elektron mikroskopiya ilə təsvir etmək üçün daha perspektivli bir yol ola bilər. Takaku və başqaları. (2013) hətta oxşar "nano-kostyumların" təbii meydana gəlməsinin erkən təkamül zamanı (panspermiya fərziyyəsi) yer üzünə hücum edə bilən prokaryotik ekstremofillər üçün qoruyucu qalxan rolunu oynaya biləcəyini fərz etməyə qədər irəliləyirlər.


İstinadlar

- Ishigaki Y, Nakamura Y, Oikawa Y, Yano Y, Kuwabata S, Nakagawa H və s. (2012). Canlı gənələrin müşahidəsi (Hemaphysalis flava) Yüksək vakuum təzyiqi altında skan edən elektron mikroskopiya ilə. PLoS BİR 7(3): e32676. http://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0032676
- Pease, R.F.W., Hayes, T.L., Camp, A.S. və Amer, N.M., (1966). Canlı həşəratların elektron mikroskopiyası. Elm, 154(3753): 1185-1186. http://science.sciencemag.org/content/154/3753/1185
- Takaku Y., Suzuki H., Ohta I., IshiiD., Muranaka Y., Shimomura M. və HariyamaT. (2013). İncə polimer membran, nano kostyum, hava və yüksək vakuum arasındakı kontinuumda sağ qalmağı artırır PNAS 110 (19): 7631-7635. 10.1073/pnas.1221341110


Canlı hüceyrələr elektron mikroskopiya ilə təsvir edilə bilərmi? - Biologiya


Biologiyada istifadə edilən bütün üsullardan mikroskopiya bəlkə də ən əhəmiyyətlisidir. Canlı orqanizmlərin böyük əksəriyyəti insan gözü ilə heç bir təfərrüatı ilə görülə bilməyəcək qədər kiçikdir, hüceyrələr və onların orqanoidləri isə ancaq mikroskopun köməyi ilə görünə bilər. Hüceyrələri ilk dəfə 1665-ci ildə Robert Huk (onları monastırda rahiblərin hüceyrələrinin şərəfinə adlandırmışdır) görmüş və Leeuwehoek tərəfindən primitiv mikroskopdan istifadə edərək daha ətraflı tədqiq edilmişdir.

Ölçü vahidləri

Böyütmə və Qətnamə [yuxarıya qayıt]

Daha çox linzalardan istifadə etməklə mikroskoplar daha böyük ölçüdə böyüdə bilər, lakin bu, həmişə daha çox təfərrüatın görülə biləcəyi demək deyil. Detalın miqdarı ondan asılıdır həlledici güc iki ayrı obyekti ayırd etmək (və ya həll etmək) mümkün olan ən kiçik ayırma olan mikroskopun.

Mikroskopun həlletmə gücü son nəticədə işığın dalğa uzunluğu ilə məhdudlaşır (görünən işıq üçün 400-600nm). Çözüm gücünü artırmaq üçün işığın daha qısa dalğa uzunluğuna ehtiyac var və bəzən mikroskoplarda bu məqsəd üçün mavi filtrlər var (çünki mavi görünən işığın ən qısa dalğa uzunluğuna malikdir).

Böyütmə nümunənin mikroskop altında real həyatda olduğundan nə qədər böyük göründüyüdür.

Ümumi böyütmə = Obyektiv obyektiv x Okulyar lens

Görüntü imkanı təsvirin iki nöqtəsini, yəni detalın miqdarını ayırd etmək qabiliyyətidir

  • Şəklin ayırdetmə qabiliyyəti nümunəyə baxmaq üçün istifadə olunan radiasiyanın dalğa uzunluğu ilə məhdudlaşır.
  • Bunun səbəbi, nümunədəki cisimlər istifadə olunan radiasiyanın dalğa uzunluğundan çox kiçik olduqda, dalğaları kəsmir və buna görə də aşkar edilmir.
  • İşığın dalğa uzunluğu elektronların dalğa uzunluğundan çox böyükdür, ona görə də işıq mikroskopunun ayırdetmə qabiliyyəti xeyli aşağıdır.
  • Daha güclü böyüdücü olan bir mikroskop istifadə edəcək yox bu qətnaməni daha da artırın. Bu, təsvirin ölçüsünü artıracaq, lakin 200nm-dən daha yaxın olan obyektlər hələ də yalnız bir nöqtə kimi görünəcək.

Elektron mikroskopiya üçün yeni parıltı

MIT Xəbərlər ofisinin veb saytında yükləmək üçün şəkillər Creative Commons Attribution Noncommercial No Derivative lisenziyası altında qeyri-kommersiya qurumları, mətbuat və geniş ictimaiyyət üçün təqdim olunur. Siz təqdim olunan şəkilləri ölçüsünə görə kəsməkdən başqa dəyişdirə bilməzsiniz. Şəkillərin çoxaldılması zamanı kredit xətti istifadə edilməlidir, əgər aşağıda göstərilməyibsə, şəkilləri "MIT"-ə kreditləşdirin.

Əvvəlki şəkil Növbəti şəkil

Yaşıl floresan protein (GFP) kimi tanınan parlaq yaşıl molekul molekulyar biologiyada inqilab etdi. GFP hüceyrə daxilində müəyyən bir zülala bağlandıqda, elm adamları flüoresan mikroskopiyadan istifadə edərək onu asanlıqla müəyyən edə və yerini təyin edə bilərlər. Bununla belə, GFP flüoresan mikroskopiyadan daha yüksək ayırdetmə təmin edən elektron mikroskopiya ilə istifadə edilə bilməz.

MIT-dən kimyaçılar indi elektron mikroskopiya üçün GFP ekvivalentini hazırlayıblar – bu etiket alimlərə zülalları görünməmiş aydınlıqla etiketləməyə və vizuallaşdırmağa imkan verir.

“Flüoresan mikroskopiya ilə yalnız bir neçə piksel görünə bilən şeylərlə - məsələn, mitoxondri - daxili xüsusiyyətlərin heç birini ayırd edə bilməzsiniz. Lakin elektron mikroskopiya ilə mürəkkəb daxili strukturları ayırd etmək çox asandır,” MİT-in kimya üzrə aspirantı və jurnalın 21 oktyabr onlayn nəşrində yeni etiketi təsvir edən məqalənin aparıcı müəllifi Jeff Martell deyir. Təbiət Biotexnologiyası.

Tədqiqatçıların fikrincə, yeni etiket elm adamlarına bir çox hüceyrə zülallarının yerini təyin etməyə kömək edə bilər və bu zülalların funksiyaları haqqında yeni fikirlər verə bilər.

Təbiətdə təkmilləşmə

APEX adlandırılan yeni etiket, elektron mikroskopiya üçün təsvir etiketi kimi sınaqdan keçirilmiş təbii zülallara bənzəyir. Horseradish peroksidaza (HRP) çox istifadə edilən bir etiketdir, lakin hüceyrənin yalnız bir neçə bölməsində işləyir. Bu yaxınlarda işlənmiş digər etiketlər hüceyrə boyu işləyir, lakin texniki cəhətdən istifadə etmək çətindir, çünki nümunəyə işıq saçmaq və oksigendən keçmək lazımdır.

Tədqiqatçılar bu üsulları təkmilləşdirmək üçün HRP-yə bənzər, askorbat peroksidaza (APX) adlı zülalla işə başladılar. APX HRP-dən daha çox yönlüdür, çünki o, hüceyrənin sitozolunda, hüceyrənin əsas boşluğunda fəaliyyət göstərə bilir.

Həm HRP, həm də APX, oksidləşmə kimi tanınan bir prosesdə bir elektron və protonu digər molekullardan çıxaran peroksidaza adlı fermentlər sinfinə aiddir. Hər bir peroksidazın fərqli hədəfləri var və HRP-nin əsas hədəflərindən biri oksidləşdikdə elektron mikroskopiya ilə görüntülənə bilən DAB adlı molekuldur. Tədqiqatçılar APX-ni DAB-nı da hədəf alması üçün genetik olaraq tərtib etdilər.

Bu yeni APEX etiketindən (“mühəndis APX” üçün) istifadə etmək üçün tədqiqatçılar canlı hüceyrəyə təsvir etməyi planlaşdırdıqları zülalın geni ilə birləşdirilmiş APEX genini ehtiva edən kiçik DNT halqasını çatdırırlar. Hüceyrə daha sonra APEX zülalına bağlanan hədəf zülal istehsal edir.

Sonra, tədqiqatçılar normal olaraq hüceyrələrdə olmayan DAB-nı çatdırmalıdırlar. Bu çatdırılma hüceyrələrin elektron mikroskopiyası ilə təsvir edilməzdən əvvəl həyata keçirilməli olan “fiksasiya” və ya sabitləşdirilməsi prosesi zamanı baş verir.

APEX zülalı DAB-ı oksidləşdirdikdə, sürətlə birləşərək qatran kimi polimerə çevrilən radikallar əmələ gətirir. Həmin polimer elektron mikroskopiya vasitəsilə aşkar edilə bilər ki, bu da tədqiqatçılara hədəf zülalın yerini dəqiq müəyyənləşdirməyə imkan verir.

Bioloji sual həll olundu

Tədqiqatçılar yeni etiketlərinin faydalılığını nümayiş etdirmək üçün keçən il kəşf edilmiş kalsium kanalı zülalının yeri ilə bağlı açıq sualı həll etməyə başladılar. İki tədqiqat qrupu zülalı müəyyən etdi və onun mitoxondriya daxilində yerləşdiyini bildirdi, lakin onların dəqiq yeri və istiqaməti ilə bağlı ziddiyyətli nəzəriyyələr var idi. Yeni görüntüləmə texnikasından istifadə edərək, MIT-nin rəhbərlik etdiyi komanda zülalı etiketlədi və onun daxili mitoxondrial membrana yerləşdirildiyini və mitoxondrilərin ən daxili hissəsinə, mitoxondrial matrisə baxdığını təyin etdi.

Komanda həmçinin göstərdi ki, yeni etiket bütün hüceyrədəki zülalları - təkcə mitoxondriyada deyil, həm də nüvədə, endoplazmatik retikulumda və sitozolda etiketləyə bilər.

Martell və Alice Ting, Ellen Swallow Richards, MIT-də kimya üzrə dosent və baş müəllif. Təbiət Biotexnologiyası kağız, yeni texnologiya icad etdi. Etiketin sınaqdan keçirilməsinə və bioloji tətbiqlərin araşdırılmasına kömək edən digər müəlliflər San Dieqodakı Kaliforniya Universitetindən Mark Ellisman, Tomas Deerinck və Gina Sosinsky, Harvard Tibb Məktəbindən Yasemin Sancak və Vamsi Mootha və İrvinedəki Kaliforniya Universitetindən Tomas Poulosdur. .

Mövcud tədqiqatlarda tədqiqatçılar neyronlar kimi bütün hüceyrələrin görüntüləmə agenti ilə doldurulması üzərində işləyirlər. Bu, elektron mikroskop görüntüsündə müəyyən neyronların fərqlənməsinə imkan verir və onların digər neyronlarla qurduqları əlaqələri izləməyi asanlaşdırır. Bu layihə üçün MIT tədqiqatçıları Harvard Universitetinin molekulyar və hüceyrə biologiyası professoru Joshua Sanes ilə əməkdaşlıq edir və o, yeni etiketləmə texnologiyasının çox faydalı olacağına inandığını söyləyir.

“Biz bu hüceyrələrin yaratdığı dəqiq əlaqələri tapmaq istəyirik və APEX elektron mikroskopiya üçün hüceyrələri etiketləmək üçün yaxşı bir yoldur. Biz xüsusi hüceyrə növlərini etiketləyə və onların sinir dövrəsinə necə uyğunlaşdıqlarını anlaya bilərik,” Sanes deyir.

Ting və Martell, görüntüləmə texnologiyaları üçün patent üçün müraciət etdilər və indi APEX molekulunu daha sabit və düzgün işləməsi üçün zəruri olan heme (üzvi birləşməyə daxil edilmiş dəmir atomu) daha yaxşı bağlaya bilən hala gətirmək üzərində işləyirlər.


Canlı hüceyrələri məhv etməyəcək elektron mikroskop

Yuxarıdakı şəkildəki ev tozu gənəsi kimi yüksək ayırdetməli elektron mikroskoplar tərəfindən çəkilmiş dəhşətli görünüşlü böcəklərin qorxulu şəkillərini hamımız görmüşük. Baxmayaraq ki, bilmədiyiniz bir şey odur ki, bu cür şəkillərdəki bütün sürünən sürünənlər ölüdür. Çünki nümunəni işıqlandırmaq üçün istifadə edilən elektronların hissəcik şüası nümunələri məhv edir, yəni elektron mikroskoplar canlı hüceyrələri təsvir etmək üçün istifadə edilə bilməz. Massaçusets Texnologiya İnstitutunun (MIT) elektrik mühəndisləri elektronların təsvir olunan obyektlərə heç vaxt dəymədən obyektləri uzaqdan hiss etməsinə imkan verən kvant mexaniki ölçmə texnikasından istifadə etməklə bu kritik məhdudiyyətin öhdəsindən gələ biləcək yeni sxem təklif ediblər.

Ənənəvi elektron mikroskoplar nümunələri təsvir etmək üçün işıq əvəzinə elektron hissəcik şüasından istifadə edir ki, bu da olduqca yüksək ayırdetmə qabiliyyətinə malikdir – 0,2-10 nanometrə qədər – bu, ənənəvi mikroskopdan 10-10.000 dəfə böyükdür. MİT tədqiqatçıları tərəfindən təklif edilən yeni kvant mikroskopu ilə elektronlar birbaşa təsvir edilən obyektə dəyməyəcək, əksinə biri digərinin üstündə düzülmüş bir və ya iki halqanın ətrafında axacaqdı.

Bu halqalar bir-birinə kifayət qədər yaxın olardı ki, elektron onların arasında asanlıqla hoppansın, lakin halqaların arasına bir cisim (hüceyrə kimi) yerləşdirilsəydi, bu, elektronun hoppanmasının qarşısını alacaq və elektron bir halqada sıxışacaq. . Bu quraşdırma nümunənin bir "pikselini" skan edərək, tam təsviri yaratmaq üçün hamısını bir araya gətirir. Elektron nə vaxt tutulsa, sistem həmin nöqtədə qaranlıq piksel olduğunu biləcək.

Məqalənin baş müəllifi, dosent Mehmet Fatih Yanık deyir ki, o, işin "təxminən beş ildən sonra ilk prototipinin ortaya çıxması ilə onun həyata keçirilməsi üçün bütün dünyada eksperimental səyləri alovlandıracağını" gözləyir.

Bundan əvvəl yüklənmiş elektronun mikroskopdakı digər metallarla qarşılıqlı əlaqəsinin qarşısını almaq kimi texniki çətinliklərin öhdəsindən gəlmək lazımdır. Lakin Yanik hesab edir ki, belə bir mikroskop nəhayət bir nanometrlik ayırdetmə qabiliyyətinə nail ola bilər ki, bu da alimlərə canlı hüceyrələrin içərisində fermentlər və nuklein turşuları kimi molekulları nəzərdən keçirməyə imkan verəcək.

Qeyri-invaziv elektron mikroskopu həyat və maddə ilə bağlı fundamental suallara işıq sala bilər, tədqiqatçılara canlı hüceyrənin içindəki molekulları onları narahat etmədən müşahidə etməyə imkan verir. Müvəffəqiyyətli olsaydı, bu cür mikroskoplar Nobel mükafatı laureatı Dennis Gaborun 1956-cı ildə elektron mikroskopiyasının əsas məhdudiyyəti olduğu qənaətinə gəldiyi nəticəni üstələyə bilərdi: “Kəşfiyyatçı agent tərəfindən obyektin məhv edilməsi”.

MİT komandasının araşdırması məqalədə ətraflı şəkildə verilmişdir. "Qeyri-dağıdıcı elektron mikroskopiya və qarşılıqlı təsirsiz kvant ölçmələri" jurnalın oktyabr sayında dərc olunur Fiziki Baxış A – Sürətli Əlaqələr.


İntizamlar arası yanaşma

Bu irəliləyişlər bir çox müxtəlif sahələrdə elm adamlarının töhfələrinin nəticəsidir. Fiziklər müasir krio-EM cihazlarının sürətini və həssaslığını artıran qabaqcıl elektron detektorları kimi texnologiyanın çoxunu təmin etdilər. Kimyaçılar hədəfləri daha uzun müddət işıqlandıran daha parlaq floresan zondlar hazırlayıblar. Statistiklər və kompüter alimləri təsvirin işlənməsi və təhlili üsullarını təkmilləşdirdilər. Howard Hughes Tibb İnstitutunun Virciniya ştatının Ashburn şəhərindəki Janelia Tədqiqat Kampusunun hüceyrə bioloqu Cennifer Lippincott-Schwartz, super rezolyusiyaların inkişafı üçün əsasların qoyulmasına kömək edən, "Təsvirdəki sürətlənmə bu inanılmaz sinerji sayəsində əldə edildi" deyir. 1990-cı illərdə canlı hüceyrələrdə hüceyrə ticarəti yollarını vizuallaşdırmaq üçün yaşıl flüoresan zülalların istifadəsi ilə bağlı iş ilə mikroskopiya 2 .

Bu mikroskop alətlərindən istifadə etməklə bir çox irəliləyişlər əldə edilmişdir. Lippincott-Schwartz və onun həmkarları, məsələn, müxtəlif növ orqanoidlər arasındakı qarşılıqlı əlaqənin 3D rəngli görüntülərini çəkmək üçün konfokal mikroskopiya ilə yüngül təbəqəli flüoresan mikroskopiyadan istifadə etdilər. Lippincott-Schwartz deyir ki, 3-cü məqaləsi nəşr olunan Lippincott-Schwartz, "Biz altı növ orqanoid arasındakı əlaqəni, onların nə qədər sürətlə hərəkət etdiyini və bir-biri ilə təmaslarını müəyyənləşdirə bildik" dedi. Təbiət 2017-ci ildə. "Hal-hazırda hüceyrə bioloqları arasında böyük maraqlardan biri olan orqanoidlər arasındakı çarpaz əlaqəni anlamaq istəyirsinizsə, bu vacibdir."

Cennifer Lippincott-Schwartz super rezolyusiyaya malik görüntüləri əldə edə bilən mikroskop nümayiş etdirir. Kredit: Matt Staley

Bu qabaqcıl texnikaların artan mövcudluğu erkən karyera hüceyrə bioloqları üçün imkanlar təqdim edir. Ən açıq şəkildə, hüceyrə bioloqlarının araşdıra biləcəyi proseslərin sayını artırır. Lippincott-Schwartz deyir: "Bu üsullar cavab verə biləcəyimiz suallar üçün böyük mənzərələr açır". Böyük Britaniyanın Kembric şəhərindəki MRC Molekulyar Biologiya Laboratoriyasının struktur bioloqu David Barford, iki qız hüceyrənin meydana gəlməsi ilə nəticələnən hüceyrə bölünməsi növü olan mitoz 4-də iştirak edən bəzi hüceyrə mexanizmlərini daha yaxşı başa düşmək üçün kriyo-EM-dən istifadə etdi. ana hüceyrə ilə eyni xromosomlar. "Akademik alimlər üçün elektron krio-mikroskopiya ilə atom həllində strukturları təyin etmək bacarığı yeni təcrübələrin dizaynında və bioloji fərziyyələrin sınaqdan keçirilməsində çox vacib ola bilər" dedi.

Barford əlavə edir ki, erkən karyera tədqiqatçıları üçün ən son görüntüləmə üsullarını dərindən başa düşmək üçün potensial faydalar cavab verməyə çalışdıqları dərhal tədqiqat suallarından kənara çıxa bilər. "Dərman şirkətləri zülalların strukturlarını və dərman hədəflərini təyin etmək üçün bir vasitə kimi elektron krio-mikroskopiyaya çox can atırlar, buna görə də ona keçmək çox yaxşı bir karyera seçimi ola bilər" deyir. Barford da bu texnikaların daha vacib olacağını və bioloqların istifadə etdiyi köhnə texnikaları geridə qoyacağını düşünür. "Bu, yəqin ki, əmək bazarında kristalloqrafiyanı əvəz edəcək."

Ən son görüntüləmə alətlərinin hamısından, hətta bir çoxundan istifadə etməkdə təcrübəli olmaq mümkün deyil. Onları istifadə etmək istəyən erkən karyera hüceyrə bioloqları müəyyən bir texnikada ixtisaslaşmaq və ya onlar üçün bunu edə biləcək əməkdaşları müəyyən etmək qərarına gəlməlidirlər (hüceyrə biologiyasında məşhur olan bəzi konfranslar üçün “Ağılların görüşləri”nə baxın). Xərçəngin inkişafında hüceyrə miqrasiyasının rolunu araşdıran Ridley, elmlər namizədi olanlara müxtəlif texnikaların ləzzətini almaq üçün əllərində olan imkanlardan istifadə etməyi tövsiyə edir. "Mən PhD proqramı ilə məşğul olan hər kəsə müxtəlif laboratoriyalarda fırlanma etmək və bunu etmək üçün müxtəlif görüntüləmə sahələrində təcrübə qazanmağı tövsiyə edərdim" dedi. "Əgər siz elektron mikroskopiya üzrə mütəxəssis olmasanız belə, məsələn, bu sahədə bir neçə ay işləmək sizə onun nəyi bacarıb, nə edə bilməyəcəyini başa düşəcək." Barford əlavə edir ki, onların görüntülərini çəkməyi əməkdaşların öhdəsinə buraxan tədqiqatçılar başqa yollarla geri qalma riski daşıyırlar. "Əgər siz inkişaf etdirici deyil, sadəcə istifadəçi olsanız, bu, texnologiyanı inkişaf etdirmək və təkmilləşdirməklə bu sahəyə töhfə vermək üçün gələcək potensialınızı məhdudlaşdırır."

Ağılların görüşləri

2018-ci ildə Amerika Hüceyrə Biologiyası Cəmiyyəti və Avropa Molekulyar Biologiya Təşkilatının birgə iclasında nümayəndələr. Kredit: Paul Sakuma Fotoqrafiya

Simpoziumlar və konfranslar bir sahəyə dair yenilikləri və icmalları əldə etmək üçün yaxşıdır.

Tədqiqatçılar çox vaxt geniş və ya ixtisaslaşmış görüşlərə getmək arasında seçim etməli olurlar. Sahənin vəziyyəti haqqında ümumi məlumat almaq istəyənlər üçün Amerika Hüceyrə Biologiyası Cəmiyyəti və Avropa Molekulyar Biologiya Təşkilatının birgə iclası dünyada hüceyrə bioloqlarının ən böyük illik toplantısıdır. Dekabrın 7-dən 11-dək Vaşinqtonda bu il keçiriləcək tədbirə təxminən 6000 nəfərin qatılacağı gözlənilir. Əhatə ediləcək mövzular qeyri-ənənəvi model orqanizmlər, hesablama modelləşdirmə və sintetik biologiya kimi yeni ortaya çıxan mövzular da daxil olmaqla geniş əhatəli olacaq.

Nyu-Yorkdakı Cold Spring Harbor Laboratoriyasının prezidenti və baş icraçı direktoru Bruce Stillman hüceyrələrdə xromosomların çoxalması ilə bağlı işinə dair əsas mühazirə oxuyacaq. Müxtəlif simpoziumlar, seminarlar, poster sessiyaları və xüsusi maraq kəsb edən sessiyalar keçiriləcək. Əsas iclasdan bir gün əvvəl, akademiklər üçün karyera və peşəkar inkişafla bağlı tam gün sessiya və bir günlük mini biotexnoloji kurs olacaq, burada iştirakçılar elmi kəşflərin necə bioelm təşəbbüslərinə çevrildiyini öyrənə bilərlər. Digər sessiyalar qeyri-kommersiya elmi təbliğat, elm siyasəti, təbliğat, elmi infrastrukturun idarə edilməsi və sənayedə dəzgah əsaslı tədqiqat sahəsində karyeraları əhatə edəcək.

İntizamın müəyyən bir sahəsinə daha dərindən baxmaq istəyən tədqiqatçılar üçün bir çox başqa variant var. Məsələn, “Görməkdir İnanmaq” adlı simpozium, qabaqcıl təsvir üsullarını inkişaf etdirənləri laboratoriyada tətbiq edənlərlə bir araya gətirir. Bu görüş bu ilin oktyabr ayında Almaniyanın Heidelberq şəhərindəki Avropa Molekulyar Biologiya Laboratoriyasında sonuncu dəfə keçirilən zaman 400-ə yaxın iştirakçını cəlb etdi. Bu, tədqiqatçıların zülalları, zülal komplekslərini, orqanellələri, hüceyrələri, toxumaları, orqanları və bütöv orqanizmləri vizuallaşdırmaq qabiliyyətlərini dəyişdirən ən son alətlər və metodlar üzrə sessiyaları təqdim etdi.

Lippincott-Schwartz üçün təsvirin cəlbedici cəhətlərindən biri bilik əldə etmək üçün empirik bir üsul kimi onun saflığıdır. “Təsvir çəkdiyiniz zaman əvvəlcə müşahidə edirsiniz, sonra fərziyyələr yaradır və sonra fərziyyələrinizi yoxlamaq üçün yanaşmalar tərtib edirsiniz. Bu, elmi metodu yerinə yetirmək üçün mükəmməl bir yoldur." O, əlavə edir ki, qabaqcıl vasitələrin yayılması mikroskopiyanı hüceyrə bioloqlarının diqqət mərkəzi kimi daha cəlbedici edib. "Bu, təsviri çox yaradıcı bir istiqamətə çevirə bilər" deyir.

Təbiət 575, S91-S94 (2019)

Bu məqalə Təbiət Karyera Bələdçisi: Hüceyrə biologiyası, redaksiya baxımından müstəqil əlavənin bir hissəsidir. Reklamçıların məzmuna heç bir təsiri yoxdur.


Klasterləşmə və oliqomerləşmə ölçülə bilən proseslərdir

Hüceyrə biologiyasında mühüm məqsəd hüceyrənin ümumi reaksiyalarını tənzimləyən molekulyar komplekslərin aşağı düşməsini və axınını izləməkdir. Məsələn, siqnal zamanı əmələ gələn zülal komplekslərinin ömrü nə qədərdir və bu məhsuldar zülal qarşılıqlı əlaqəsi harada baş verir? İndiyə qədər müzakirə olunan üsullar tək molekullardan dinamik məlumat əldə etmək və bir-biri ilə əlaqələndirmək qabiliyyətinə görə güclüdür. fərdi protein ətraf mühitə qarşı davranış. davranışını ölçən texnikalar a molekulların əhalisi bir dəfə də zülal qarşılıqlı yeri və zaman miqyasını müəyyən etmək üçün istifadə edilə bilər. Belə üsullara FRAP, FRET və flüoresan korrelyasiya üsulları daxildir (Qutu 1).

Protein oliqomerizasiyası

Daha əvvəl təqdim edildiyi kimi, FRET zülallar arasında yaxınlığı aşkar etmək üçün istifadə edilən bir yanaşmadır. Bu texnika bir çox tədqiqatçılar tərəfindən zülal-zülal qarşılıqlı təsirində dinamik dəyişiklikləri müəyyən etmək üçün uğurla tətbiq edilmişdir. Son bir misalda, Liou və həmkarları, rolu tükənmiş kalsium ehtiyatlarını aşkar etmək və mağazaya daxil olan kalsiumun daxil olmasını stimullaşdırmaq olan endoplazmik retikulum (ER) sakini olan STIM1-in oliqomerləşməsini və köçürülməsini araşdırmaq üçün ənənəvi FRET və FRAP məlumatlarını birləşdirdilər[18]. ER mağazalarından Ca 2+ sərbəst buraxıldıqdan sonra müəlliflər zülal birləşməsinə uyğun olaraq CFP- və YFP-STIM1 arasında enerji transferində nəzərəçarpacaq artım müşahidə etdilər. Canlı hüceyrə görüntüləri, STIM1-in plazma membranının (PM) yaxınlığında çoxluqlar yaratmaq üçün ER daxilində yer dəyişdirdiyini də ortaya qoydu. Bu ER-dən PM-ə translokasiya, görünür, fotoağartmadan sonra YFP-STIM1-in çox yavaş bərpasına əsaslanaraq, yerli mövcud STIM1 ilə məhdudlaşmışdır. Birlikdə, məlumatlar göstərir ki, siqnalizasiya məkan olaraq STIM1-in bir bölgəsində yerləşən bir subpopulyasiyaya lokallaşdırılmışdır.

Ehtimal olunan ER-PM qovşaqlarının yaxınlığında 2 µm.

Robia və həmkarları bu yaxınlarda bir oliqomer daxilində zülal mübadiləsini təyin etmək üçün FRET yanaşmasını dəyişdirdilər[19]. Förster transfer bərpası (FTR) FRET və FRAP-ın ağıllı birləşməsidir ki, burada qəbuledici fotoağardılır və ağardılmış bölgədə enerji ötürülməsinin bərpası (yalnız intensivlik deyil) zamanla izlənilir. Enerji ötürülməsinin bərpasının kinetikasından bir kompleksdə ağardılmış və ağartılmamış molekullar arasında mübadilə məzənnəsini müəyyən etmək olar. Müəlliflər fosfolambanın sarkoplazmatik retikulum Ca 2+ -ATPase (SERCA) ilə tənzimləyici komplekslərdə tez mübadilə etdiyini, lakin nisbətən sabit homo-oliqomerlər əmələ gətirdiyini müəyyən etmək üçün bu texnikadan YFP- və CFP-füzyon zülalları ilə istifadə etdilər.

Homo-qarşılıqlı təsirlər vəziyyətində, iki fərqli flüorofor ilə etiketləmə ehtiyacı ideal deyil. Kimyəvi cəhətdən fərqli donor və akseptor flüoroforlar arasında FRET-i tənzimləyən eyni prinsiplər eyni flüoroforlar (yəni GFP-dən GFP-yə) arasında enerji ötürülməsinə də şamil olunduğundan, homo-FRET-in canlı hüceyrə təsvirinə tətbiqi, homo-klasterlərin kəmiyyətcə müəyyənləşdirilməsinə imkan verir. floresan etiket sinfi[20, 21]. Sabit vəziyyət və zamanla həll olunan flüoresan anizotropiya təsviri flüoresansın sürətli depolarizasiyasına əsaslanaraq homo-FRET-in həssas ölçülməsinə imkan verir. Əsas odur ki, homo-FRET xəbər verə bilər nömrə kompleks və ya çoxluqda flüoroforların. Bu yanaşma Sharma tərəfindən irəli sürülüb və b, GPI-lövbər zülallarının (GPI-APs) klasterləşdirilməsinə diqqət yetirən [22]. Bu tədqiqat göstərdi ki, GPI-AP-lər həm monomerlər, həm də plazma membranında nanoölçülü (υnm), xolesterola həssas qruplar şəklində tapılır. Bu yaxınlarda, Bader və b[23] hüceyrə landşaftında zülal aqreqasiya vəziyyətindəki fərqləri fəza olaraq həll etmək üçün xüsusi təchiz olunmuş konfokal mikroskopda zamanla həll olunan anizotropiya ölçmələrindən istifadə etmişdir (Şəkil 2). Bu alətdən istifadə edərək, GPI-AP-lərin plazma membranında kiçik klasterlər meydana gətirdiyini, lakin daxili orqanoidlərin sakinləri olduqda monomer qaldığını ayırd edə bildilər.

(a) GPI-GFP ifadə edən NIH3T3 hüceyrəsinin intensivliyi, (b) anizotropiya (r) və (c) klaster ölçüsü (N) şəkilləri. Homo-FRET görüntüləməsi GPI-GFP-nin plazma membranında kiçik klasterlər şəklində olduğunu, lakin Qoljidə monomer olaraq qaldığını göstərir. Şəkillər Arjen Bader və Hans Gerritsenin izni ilə və Baderin icazəsi ilə çoxaldılıb və b[23].

Liqanda səbəb olan davranış

Çox rəngli görüntüləmə üçün istifadə edildikdə, SPT zülal-zülal qarşılıqlı təsirlərini də bildirə bilər[5, 24, 25]. Jovin qrupunda olarkən Lidke liqandla bağlı EGFR/erbB1-in izlənilməsini asanlaşdırmaq üçün birbaşa EGF-ni QD-lərə birləşdirdi [26]. Parlaq, fotosabit QD zondları reseptorların daxililəşdirilməsi prosesini bilavasitə müşahidə etməyə və erbB2-YFP və ya erbB3-mCitrine ilə stabil şəkildə transfeksiya edilmiş hüceyrələrin istifadəsi ilə heterodimerlərin birgə daxililəşdirilməsindəki fərqi kəmiyyətcə müəyyən etməyə imkan verdi. Sonrakı bir araşdırmada, EGF-QD-lərin istifadəsi endositozdan əvvəl erbB1-in hüceyrə filopodiyalarına sürətli retrograd daşınmasını aşkar etməyə imkan verdi[24]. Tək QD izləmə və GFP-aktinin FRAP-ni birləşdirərək, retrograd nəqliyyatın aktin axını sürətinə qoşulduğu və motor zülalından asılı olmadığı göstərildi. Bu tədqiqat EGF-QD525 və EGF-QD605-ə bağlı erbB1 homodimerlərinin sabitliyini təyin edərək və dimerləşmənin retrograd daşınma üçün ilkin şərt olduğunu nümayiş etdirərək, iki rəngli tək QD izləmə imkanlarından istifadə edən ilk tədqiqatçılar arasında idi.

Protein diffuziyasının və aqreqasiyasının xəritələşdirilməsi

Sürətlə inkişaf edən başqa bir texnika ailəsi flüoresan korrelyasiya üsullarının istifadəsini nəzərdə tutur. FCS ilk dəfə məhlulda bağlanma qarşılıqlı təsirlərini ölçmək üçün istifadə edilmişdir[27]. Hüceyrə bioloqları canlı hüceyrələrdə zülalların diffuziyasını və aqreqasiya vəziyyətini ölçmək üçün bu texnikanı tez bir zamanda uyğunlaşdırdılar. Nümunə olaraq, membran zülallarının aqreqasiya vəziyyətini [28], membran zülalları ilə aşağı axın siqnal partnyorları arasında qarşılıqlı əlaqəni[29] və zülal komplekslərinin stokiometriyasını[30] müəyyən etmək üçün FCS metodlarından istifadə edilmişdir. FCS-yə xas olan məhdudiyyət ondan ibarətdir ki, ölçmələr təcrübənin əvvəlində müəyyən edilən hüceyrədə bir mövqedə qeydə alınır. Şəkil korrelyasiya üsulları məkan məlumatı ilə birlikdə mobillik və aqreqasiya vəziyyəti məlumatlarını təmin etməklə, zülal dinamikasının xəritələrini və hüceyrə arasında qarşılıqlı əlaqəni yaratmaqla bu məhdudiyyəti aradan qaldırır[31]. Əhəmiyyətli odur ki, bu yeni üsullar standart konfokal lazer taraması və ya akademik əsas müəssisələrdə geniş şəkildə mövcud olan TIRF mikroskoplarından istifadə etməklə həyata keçirilə bilər. Şəkil korrelyasiya üsulları sürət xəritəsi[32] ilə aktin-inteqrin qarşılıqlı təsirlərinin ölçülməsi və yapışma təşkilində inteqrin aqreqasiya vəziyyətinin müəyyən edilməsi[33] kimi müxtəlif bioloji problemlərə tətbiq edilmişdir. İki rəngli ICCS məlumatlarından qarşılıqlı təsir göstərən zülalların fraksiyasının hesablanması üçün yeni analitik üsullar kimi kəmiyyət göstəricilərində təkmilləşdirmələr edilmişdir[34]. Wiseman qrupu bir çox ICS texnikasından (http://wiseman-group.mcgill.ca/) məlumatları təhlil etmək üçün mövcud proqramlar hazırlayır.

Bu yaxınlarda ccRICS və ccNɫ analizi (Qutu 1) yeni perspektivli üsullar kimi ortaya çıxdı. Hər ikisi lazer skan edən konfokal mikroskopiya ilə əldə edilən iki rəngli şəkillərdə çarpaz korrelyasiyalı flüoresansa əsaslanır. Digman və b fibroblastların yapışma kompleksləri daxilində fokal adezyon kinaz (FAK), paxillin və vinkulin mübadiləsini qiymətləndirmək üçün ccNɫ istifadə etmişlər[35]. Əlaqəli dalğalanmaların amplitudasına əsaslanaraq, sökülən zaman yapışmalardan ayrılan böyük aqreqatlardakı zülalların stokiometriyasını müəyyən etmək mümkün oldu. Bu qrup, həmçinin yapışma strukturlarına daxil olan və ya çıxan bu zülalların dinamikasını əks etdirən lokallaşdırılmış "parlaqlıq" xəritələrini yaratmaq üçün ccRICS-dən istifadə etmişdir[36]. Bu bölmə üçün yekun qeyd olaraq qeyd edirik ki, FRET üsulları ilə FAK və vinkulinin Pax-a bağlanmasının dinamikasını tutmaq cəhdləri uğursuz olmuşdur[36]. Aydındır ki, xüsusi zülal-zülal qarşılıqlı təsirini ölçmək üçün analitik texnikanın seçimi bəzən sınaq və səhv prosesi olmalıdır.


Müzakirə

Topoqrafiya və pik güc xətası şəkilləri (Şəkil 5B, 6A və 6B) toxunma rejimində əldə edilənə bənzər təsvir qətnaməsini göstərir, digər kanallar hüceyrə alt strukturunda maraqlı kontrast göstərir. DMT [ Referans Derjaguin 48] modul kanalı göstərir ki, hüceyrələr substratdan bir neçə dəfə daha yumşaqdır və hüceyrələrin kənarları ilə mərkəzi hissələri arasında sərtlik fərqi də yüksək kontrastlıdır (Şəkil 5C və 6C). Orta Young modulu digər hüceyrə növləri üzrə əvvəlki tədqiqatlarla uyğun gəlir [Referans Cai 33]. Hüceyrələr də mərkəzdə asanlıqla deformasiya olunur, lakin kənarlarında o qədər də çox deyil (Şəkil 5D və 6D). Substrat bu cür fərqlərdə əhəmiyyətli rol oynamamalıdır, çünki ən nazik hissələrində belə hüceyrələr ən azı 50 nm hündürlükdədir və pik qüvvəyə nəzarət etməklə girinti dərinliyi nanometrin onda birindən çox olmamalıdır. Dissipasiya - hər vurma dövrü ərzində uc və nümunə arasında yayılan enerjini əks etdirən - topoqrafiya ilə güclü şəkildə bağlıdır. Kontrastda bəzi yerli dəyişikliklər hüceyrələrdə görünür, lakin ən təəccüblü təzadlar kənarlarda müşahidə olunur, bu, məntiqlidir, çünki bu yerdə prob və nümunə arasındakı əlaqə sahəsi güclü şəkildə artır (Şəkil 5E və 6E). Şəkil 7 sabit və canlı hüceyrələrin topoqrafiyada, elastiklikdə və deformasiyada kəskin fərqlər nümayiş etdirdiyini göstərir. Müqayisə üçün, tıqqıltı rejimində aparılan oxşar təcrübələr, yəqin ki, hüceyrələr və dəstək arasında yüksək faza kontrastını aşkar edərdi. Bununla belə, bu cür şəkillər bir neçə xüsusiyyətin töhfəsi olardı, halbuki Peak Force Tapping rejimi bu müxtəlif amilləri ayırd etmək və onların kəmiyyətini müəyyən etmək imkanı təklif edir. This type of easy, quantitative approach offers new perspectives in many fields of biology, especially cancer research and physiology.


5 Important Types of Microscopes used in Biology (With Diagram)

Some of the most important types of microscopes that used in biology are as follows:

1. Simple microscope 2. Compound microscope 3. Electron microscopes 4. Phase-Contrast microscope 5. Interference microscope.

The simple dissection microscope to advanced electron microscopes finds application in studies of living organisms.

Microscope as the name suggests are instruments that help to enlarge minute (micro = very small) organisms or their parts. A microscope not only presents a magnified view of the object but also ‘resolves’ it better.

Resolution is the feature which makes it possible to differentiate between two points present close together in the objects being viewed. The first microscope was constructed by Anton Van Leeuwenhoek (1632-1723). This, microscope consisted of a single biconvex lens fitted in a small window of a “board” and the object was viewed through it. This was a simple microscope.

After this compound microscope, were developed using combinations of two lenses. Improvements continued, newer and newer’ microscopes were designed and are still being improved.

Different types of microscopes being used in biological studies are the following:

It is the ability of a microscope to show two closely lying points as two distinct points.

It is the ratio of the size of the image to that of the object:

4. Phase-Contrast microscope

5. Interference microscope

1. Simple Microscopes:

Simple/ Dissecting Microscope:

As shown in the figure 6.1, dissecting microscope consists of a biconvex lens which is moved up and down by an adjustment screw to bring the object in sharp focus. The object is placed on the platform and light is focused with the help of a concave mirror fitted below.

In simple microscope, convex lens of short focal length is used to see magnified image of a small object. The object is placed between the optical centre and the focus of a convex lens, its image is virtual, erect and magnified and on the same side as the object. The position of the object is so adjusted that the image is formed at the least distance of distinct vision (D).

Magnifying power (M) of a simple microscope is the ratio of the angle subtended by the image at the eye to the angle subtended by the object seen directly, when both lie at the least distance of distinct vision or the near point.

Where D is the least distance of distinct vision and f is the focal length of the lens.

2. A Compound Microscope:

A compound microscope consists of two set of convex lenses. A lens of short aperture and short focal length facing the object is called objective. Another set of lens of relatively moderate focal length and large aperture facing the eye is called the eye piece. The objective and the eye piece are placed coaxially at the two end of a tube (Fig. 6.2).

The object is placed between the centre of curvature and focus of the objective – it forms real, inverted and magnified image on the other side of the objective. This image acts as an object for the eye piece which then acts as a simple microscope to produce virtual, erect and magnified image.

Magnifying power (M) of a compound microscope will be

Where f0and fe are focal length of objective and eye piece respectively, L is the length a the microscope tube and D is the least distance of distinct vision.

3. The Electron Microscope:

The organelles of the cell became known after the electron microscope was invented. The electron microscope was developed in 1932 by M. Knoll and Ruska in Germany. It consist of a source of supplying, a beam of electron of uniform velocity, a condenser lens for concentrating the electron on the specimen, a specimen stage for displacing the specimen which transmits the electron beam, an objective lens, a projector lens and a fluorescent screen on which final image is observed (fig. 6.3).

For permanent record of the image, the fluorescent screen is replaced by photographic film. This microscope utilizes a stream of high speed electrons which are deflected by an electromagnetic field in the same way as a beam of light is reflected when it crosses a glass lens. There are two types of electron microscope.

(a) Transmission electron microscope (TEM):

This is used to observe fine structure of cells. Ultra thin sections of the object are prepared and they are stained with a heavy metal (gold or palladium) to make certain part dense, and inserted in the vacuum chamber of the microscope. A 100, 00 volt electron beam is focused on the section and manipulated prepared from the image may be enlarged with enough resolution to achieve a total magnification of over 20 million times.

(b) Scanning electron microscope (SEM):

It is used to study the surfaces of the cell and organisms. In this microscope, the image is formed by electrons reflected back from the object. The image formed by this microscope has a remarkable three dimensional appearance. Typically magnification of scanning electron microscope is around 20,000 times.

4. Phase-Contrast microscope:

This is used to study the behavior of living cells, observe the nuclear and cytoplasmic changes taking place during mitosis and the effect of different chemicals inside the living cells. By using the phase-contrast microscope, an image of strong contrast of the object is obtained (fig. 6.4).

It is a contrast-enhancing optical technique that can be utilized to produce high-contrast images of transparent specimens, such as living cells (usually in culture), microorganisms, thin tissue slices, fibers, glass fragments, and sub-cellular particles (including nuclei and other organelles). In effect, the phase contrast technique employs an optical mechanism to translate minute variations in phase into corresponding changes in amplitude, which can be visualized as differences in image contrast.

One of the major advantages of phase contrast microscopy is that living cells can be examined in their natural state without previously being killed, fixed, and stained. As a result, the dynamics of ongoing biological processes can be observed and recorded in high contrast with sharp clarity of minute specimen detail.

5. Interference microscope:

Interference microscope is used for quantitative studies of macromolecules of the cell components, for example it is used for determination of lipid, nucleic acids and protein contents of the cell. Interferometry is a traditional technique in which a pattern of bright and dark lines (fringes) result from an optical path difference between a reference and a sample beam.

The incoming light is split inside an interferometer, one beam going to an internal reference surface and the other to the sample. After reflection, the beams recombine inside the interferometer, undergoing constructive and destructive interference and producing the light and dark fringe pattern.

A precision translation stage and a CCD camera together generate a 3D interferogram of the object that is stored in the computer memory. This 3D interferogram of the object is then transformed by frequency domain analysis into a quantitative 3D image providing surface structure analysis (fig. 6.5).


Entire Fruit Fly Brain Imaged with Electron Microscopy

Ashley Yeager
May 31, 2017

A database of electron microscopy images reveals the connections of the entire female fruit fly brain. In this image, types of Kenyon cells (KC) in the mushroom body main calyx are labeled by color: &alpha&betac-KCs are green, &alpha&betas-KCs are yellowish brown, and gamma-KCs are blue. The white arrows point to visible presynaptic release sites. ZHENG ET AL. 2017 A 21-million-image dataset of the female fruit fly brain is offering an unprecedented view of the cells and their connections that underlie the animal&rsquos behavior. The full-brain survey, taken by electron microscopy, allowed researchers to describe all of the neural inputs into a region of the fly&rsquos brain linked to learning, examine how tightly neurons are clustered in the area, and identify a new cell type.

&ldquoThis is the biggest whole brain imaged at high resolution,&rdquo Davi Bock of the Janelia Research Campus in Ashburn, VA, tells Alim. He and.

Past studies have produced electron microscopy images with resolution high enough to reveal the wiring of the entire brain of smaller organisms, such as a nematode or a fruit fly larva, or sections from larger animals, including parts of the fly brain or a cat’s thalamus. Imaging the complete fruit fly brain “is nearly two orders of magnitude larger than the next-largest complete brain imaged at sufficient resolution to trace synaptic connectivity,” Bock and colleagues wrote in their report.

The fruit fly brain has a three-dimensional volume of 8 x 10 7 cubic micrometers. Imaging it at nanometer resolution is “like studying the sky with a straw,” Bock says. “You have to move the straw around to get the whole picture.”

He and colleagues used a specialized microscope called a TEMCA2, which was raised up higher off of the floor so it projected a larger image. The researchers then set up an array of cameras to capture the images projected from the microscope. With more cameras and robotics, which automated sample handling and the image acquisition process, the system moved through slices of fly brain much more quickly than previous set-ups.

Ian Meinertzhagen of Dalhousie University in Halifax, Nova Scotia, wrote in an email to Alim that this work “fulfills the long-held ambition to catalogue the comprehensive networks of identified neurons in the fruit fly’s brain.” It is still “a very major task [but] it is comprehensive, because no cell can hide out in the brain undetected, as has always been the case in previous approaches,” he said. “It is enabling, providing the basis to analyze the function of identified neurons within that network, and in particular enabling us to identify the contribution each neuron makes to the fly’s behavior.”

In the paper, the team used a subset of the images to describe the synaptic connections of the fly’s mushroom body, an area known for its role in learning. By studying the complete set of olfactory inputs to the mushroom body they identified a new type of neuronal cell. Unlike other olfactory neurons, this new cell type, called MB-CP2, receives inputs from other regions of the fly brain, including compartments in the protocerebrum, which harbors projections from the eyes and other organs.

Ryuta Mizutani of Tokai University in Tokyo explains that the MB-CP2 neurons may have been missed in previous studies because, in light microscopy, where the mushroom body has been studied extensively, only a certain group of neurons are labeled and visualized using fluorescent probes. In the new study, the fly brain was stained completely with uranium and lead, and the authors’ analysis seems to hit the missed neurons, he says, although more studies are needed to determine their function.

Bock’s group also found that neurons linked to the fly’s sense of smell were clustered more tightly in the calyx of the mushroom body than observed in previous imaging projects. This raises questions about whether these neurons cluster differently in individual flies, the team suggests.

The next step, Mizutani says, is the complete analysis of the whole fly brain. “If we can accelerate this painstaking task with a computer algorithm, such as automated intelligence, the complete analysis becomes realistic,” he said. The promise, he noted, is applying this study to mammalian brains, especially to humans. “Our brain is huge compared to the fly brain,” Mizutani said. “The application to a larger brain must be a big challenge.”

Z. Zheng et al., “A complete electron microscopy volume of the brain of adult Drosophila melanogaster,” bioRxiv, doi:10.1101/140905, 2017.


A new ‘DNA microscope’ peers deep inside living cells

Y ou could probably find a few biologists who are diehard protein partisans, and others who love lipids, but if a genie granted them one wish for what they could see inside living cells, most would pick DNA.

Joshua Weinstein of the Broad Institute of MIT and Harvard spent the last six years almost singlehandedly working to fulfill that wish, and on Thursday he unveiled the result: a “DNA microscope” that shows not only the locations of DNA (and its cousin, RNA) in a cell but also the precise nucleotide-by-nucleotide identity of each molecule.

Each dot represents a cell, with colors indicating what DNA sequences they contain. Broad Institute of MIT and Harvard

The innovation, described in Cell, uses customized sequences of DNA about 30 nucleotides long, deposited into cells, to tag every DNA and RNA molecule in them. The tags latch onto the genetic material and then make hundreds of copies of the molecules. The copies collide and undergo chemical reactions, producing new paired nucleotide sequences. A DNA sequencer decodes these sequences. Finally, a computer algorithm reconstructs the molecules’ original locations in the cells along with its nucleotide sequence.

Electron microscopes, too, can see DNA in cells, and DNA sequencers can determine the A’s, T’s, C’s, and G’s (nucleotides) it’s made of. But the DNA microscope is the first instrument that simultaneously reveals both — where an RNA or DNA molecule is, down to individual cells, and what its sequence is — all without specialized equipment. (DNA sequencers have become so common in biology labs they don’t count as “specialized” anymore.)

Optical imaging of cells, with fluorescent labels. Broad Institute of MIT and Harvard

The DNA microscope can see other molecules inside cells thanks to the fortuitous fact that DNA can label, or attach to, those other molecules. DNA microscopy can therefore determine the location and identity of antibodies, receptors, molecules on a tumor cell that immune cells attack, and more. Weinstein has so far used it to image human cancer cell lines and plans to apply the technology to tumors and the immune cells that infiltrate them, he said, which might one day guide immunotherapy.

DNA microscope image of the same cells, showing genetic material. Broad Institute of MIT and Harvard

Almost unheard of in this era of collaborations that are often larger than a soccer team, Weinstein, a postdoctoral fellow, worked virtually alone at the lab bench, advised by the Broad’s Aviv Regev and Feng Zhang. The Broad has applied for a patent on the invention.