Məlumat

Protein denatürasiyası necə işləyir?

Protein denatürasiyası necə işləyir?



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Zülal denatürasiyasının necə işlədiyini maraqlandırırdım.

  1. İştirak edən disulfid körpüləri kimi kovalent bağlar varmı, yoxsa hidrogen bağları kimi sırf kovalent olmayan bağlara əsaslanır? Nəyə görə əksər hallarda yalnız qeyri-kovalent bağlar iştirak edirsə, denaturasiya geri dönməzdir?
  2. Elektromaqnit sahəsində və ya təzyiqdə sürətli dəyişikliklərlə zülalı denatürasiya etmək mümkündürmü? (İndiyə qədər oxuduğum məqalələr yalnız ani pH, osmolyarlıq, temperatur dəyişiklikləri kimi stres faktorlarından bəhs edir...)
  3. Proteini denatürasiyadan necə qoruya bilərəm? məs. PCR-də biz istiliyədavamlı DNT polimerazadan istifadə edirik, ona görə də müəyyən amin turşusu ardıcıllığı istilik denatürasiyasına qarşı qoruya bilər, lakin bu barədə əminliyə ehtiyacım var.

Həqiqətən sual, protein qatlanması necə işləyir? Amma qoy suallarınızı cavablandırım...

1) Çox az zülalda disulfid bağları (adətən ifraz olunan zülallar) və ya polipeptidin özünü təşkil edən bağlardan kənarda amin turşusu zəncirini sabitləşdirən hər hansı bir kovalent bağ var. Denatürasiya yalnız nisbətən az hallarda geri çevrilir. Bir neçə zülal, adətən çox kiçik zülallar açılmamış zülaldan doğma qatlanmış vəziyyətə qaytarıla bilər və bundan sonra nümunənin yalnız bir faizi qatlanmış vəziyyətə qayıdacaq.

2) Əlbəttə. Əslində təzyiq suyun hidrogenlə əlaqəli strukturunu və buna görə də zülal strukturunun termodinamikasını dəyişir və zülal qatlanmasını öyrənmək üçün istifadə edilmişdir. Ümumiyyətlə, elektromaqnit sahəsi zülal qatının vəziyyətinə təsir göstərmir. Mən bir çox zülalların nüvə maqnit rezonansı vasitəsilə tədqiq edildiyini, zülalların ağlabatan ölçülü bir otağa sığdıra bilən ən güclü maqnitlərdən bəzilərinə daxil edildiyini xatırladıram. Yəni zülal demək deyil funksiyası belə bir sahənin təsirinə məruz qalmaya bilər. Əminəm ki, sahə suyu ionlaşdıracaq qədər böyükdür və ya peptid dəyişikliyi nəsə görərsiniz... beləliklə, siz həmişə hər şeyi qırılma nöqtəsinə çatdıra bilərsiniz.

3) Termofil orqanizmlərin bir çox zülalları denaturasiyaya daha davamlıdır və şirkətlər əslində zülalları hər cür çirkin şəraitə davamlı olmaq və hələ də qatlanmış və işlək olmaq üçün istehsal edirlər. Camaşırxana deterjanı uzun müddət yuyucu vasitədə xoşbəxt oturacaq kristallaşmış fermentlərlə doludur. Bu məhsulların saxlama müddətinin olub-olmadığını da bilmirəm.

Bütövlükdə zülallar yaxşı səbəbdən denaturasiyaya qarşı həssasdırlar – hüceyrə onların funksiyasına ehtiyacı olmadıqda onları pisləşdirir və onları komponent amin turşuları üçün təkrar emal edə bilir. Əgər onlar bu qədər möhkəm olsaydılar, hüceyrə tez aclıqdan ölərdi. Denatürasiya edilən və sonra yenidən qatlanan bir zülalın bioloji rolu varsa, bu, çox nadir hallarda olur. Zülalların əksəriyyəti qatlanandan sonra dağılmır və əgər dağılırsa, hazırdır.

Bəzi mümkün istisnalar: hədəflərini öldürən məsamələrə qatlanan bəzi antibiotik peptidləri və beyində Alzheimer ilə əlaqəli olan, lakin səbəb olmaya bilən fərqli qatlanan amiloid lövhəsi.


Siz qəbul edirsiniz in vitro məsələn, zülaldan təcrid edildikdən sonra protein denatürasiyasının qarşısının alınması üçün kontekst E. coli yoxsa bütün hüceyrə kontekstində zülallardan daha çox narahatsınız?

Mən zülal qatlama/konformasiya tədqiqatları üzrə mütəxəssis deyiləm, lakin laboratoriyaya əsaslanan perspektivdən, əgər siz eksperimental məqsədlər üçün denatürasiyaya nail olmaq istəyirsinizsə, H-bağlarını aradan qaldırmaq üçün nümunələrinizi SDS və yüksək istiliklə (10 dəqiqə ərzində ~ 100 oC) müalicə edirsiniz və disulfid bağlarından qurtulmaq üçün Ab kimi molekullarda və ya EGFR kimi hüceyrə səthi reseptorlarında tez-tez rast gəlinən beta-ME və ya DTT kimi reduksiyaedici agentdən istifadə edirsiniz. qorunub saxlanılırsa, azaldıcı maddələrdən istifadə etmirsiniz, lakin siz hələ də nümunələrinizi qızdırırsınız və hidrogen bağlarından xilas olmaq və zülalınızı xəttiləşdirmək üçün SDS ilə müalicə edirsiniz.

BSA və β-laktoglobulinin istifadə edildiyi bu araşdırmaya əsasən, yüksək təzyiqin səbəb olduğu denaturasiya, karbamid və ya guanidin hidroxlorid ilə hidrogen bağlarının parçalanması nəticəsində yaranan denatürasiyaya bənzəyir, belə ki, bəli, ekoloji şəraitdə sürətli dəyişikliklər kimyəvi təsirə bənzər denaturasiya təsirlərinə səbəb ola bilər. əsaslı agentlər.

Əgər bütöv bir hüceyrədə zülal denatürasiyasının qarşısını almağa çalışırsınızsa, onda siz onları adətən 10% DMSO ehtiva edən kriyo-mühafizə vasitələri ilə müalicə etməlisiniz. Yalnız zülallarla işləyirsinizsə, ən yaxşı üsul təzə hazırlanmış nümunələrlə işləməkdir (lizis və s.) və gələcəkdə istifadə etmək üçün zülallarınızı təcrid edərkən onları maye azotda dondurun və -80 oC-də saxlayın. Əgər zülallarınız GST etiketli zülallar kimi muncuqlara yapışıbsa, o zaman muncuqlarınızı qliserol birləşdirən buferdə saxlayın və -20 oC-də qoyun. Mən 50% qliserol (v/v) istifadə edirəm və mənim üçün yaxşı işləyir! Bununla belə, bu cavab sizin xüsusi sualınıza və ya narahatlığınıza cavab vermirsə, lütfən, işinizdə tam olaraq nədən narahat olduğunuzu redaktə edin və ətraflı izah edin və mən cavabımı müvafiq olaraq dəyişdirəcəyəm. Ümid edirik ki, bu bir şəkildə kömək etdi!


Mövzunu da araşdırdım, cavabım budur.

Suda həll olunan qlobulinlərin və ya membran zülallarının (bundan sonra bütün zülallar) termodinamik sabitliyini anlamaq üçün zülal qatlanmasını başa düşməliyik. Zülallar 3 ölçülü quruluşa malikdir (ilkin, ikincili və üçüncü dərəcəli strukturlarından ibarətdir). Zülalların quruluşu qatlanmış və açılmamış vəziyyətlər arasında daim dəyişir. Qatlanmış vəziyyətdə daha az sərbəst enerji var, açıq vəziyyətdə isə daha yüksəkdir. Onların arasında müəyyən bir temperaturda bükülmə sürətini təyin edən sərbəst enerji maneəsi var.

Ətraf mühit faktorları üzərində struktur dəyişikliyi bu sərbəst enerjilərə təsir edə bilər və tarazlığı açılmamış vəziyyətə keçirə bilər. Açılmış zülal geri dönməz dəyişikliklərə məruz qala bilər (aqreqasiya, disulfid mübadiləsi, proteoliz, geri dönməz subunit dissosiasiya, kimyəvi parçalanma və s...), buna görə də zülalın denatürasiyası geri və ya geri dönməz ola bilər.

Diqqət yetirin ki, bu, çox sadə bir baxışdır, məncə, müxtəlif açılma dərəcələri var və buna görə də zülal bunlardan birində olduqda fərqli şeylər baş verə bilər. Məsələn, aşağı dərəcədə açılma ilə yanlış qatlama baş verə bilər ki, bu da laxtalanma olmadan sabit, lakin qeyri-aktiv qatlanmış vəziyyətə səbəb ola bilər (bu, daha çox və ya daha az geri dönə bilər). Daha yüksək dərəcədə açılma ilə laxtalanma baş verə bilər.

Qatlanma əsasən bir sadə qaydadan asılıdır: bütün hidrogen bağları təmin edilməlidir, çünki təmin edilməmiş hidrogen bağı çox yüksək enerji dəyərinə malikdir. Zülalların su ilə hidrogen bağları yaradan qütb səthləri və onurğa kimi daxili hidrogen bağlarına malik olan bir və ya bir neçə apolyar mərkəz var. Cütləşməmiş qütblü amin turşusunun (məsələn, təmin edilməmiş hidrogen bağı) basdırılması çox sabitliyi pozur və buna görə də təbii işləyən zülallarda yoxdur. Duz körpüləri, aromatik-aromatik qarşılıqlı təsirlər, disulfid bağları və s. kimi digər amillər də sabitliyə təsir edə bilər, lakin hidrogen bağları və hidrofobik qarşılıqlı təsirlər əsas amillərdir. Bu iki əsas amilin çəkisi çox güman ki, zülaldan asılıdır (tədqiqat 75% və 25%, digər 40% və 60% təklif etdi).

Magistral hidrogen bağları adətən otaq temperaturu ətrafında ən sabitdir, buna görə də ən aşağı sərbəst enerji və maksimum sabitlik əksər zülallar tərəfindən təxminən 20°C-dir və həm qızdırma, həm də soyutma sabitliyi aşağı salır və denatürasiyaya səbəb ola bilər. Yüksək temperaturlar (>80°C) kovalent deqradasiyaya və beləliklə, geri dönməz denaturasiyaya səbəb ola bilər. Təzyiq hidrogen bağlarına və sabitliyə soyuq denaturasiya kimi təsir göstərir.

Karbamid və ya TMAO kimi osmolit kosolventləri qatlanmış və açılmamış vəziyyətlərin sərbəst enerjisinə fərqli töhfə verir və beləliklə, onlar arasındakı tarazlığı dəyişir. məsələn, karbamid denatürasiyaya səbəb ola bilər, TMAO isə proteini denatürasiyadan qoruyur. Düşünürəm ki, pH və duzluluğun dəyişməsi amin turşularının yan zəncirlərinin yüklərinə, hidrogen bağlarına və sabitliyə güclü təsir göstərir.

Həm ultrasəs, həm də impulslu elektrik sahəsi (PEF) denatürasiyaya səbəb ola bilər. Təsir ultrasəs/PEF parametrlərindən və zülalın növündən asılı olaraq güclü görünür. Maraqlıdır ki, PEF də ferment aktivliyini artıra bilər. Bu üsullarla denatürasiya mexanizmləri haqqında araşdırma tapmaq çətindir.

Protein sabitliyini artırmaq istəyiriksə, seçdiyimiz üsul zülalı nədən qorumaq istədiyimizdən asılı ola bilər. Aşağıdakı siyahıdan bir və ya bir neçə üsul sabitliyi artırmağa kömək edə bilər:

  • yığcamlığın artırılması və daha yaxşı qablaşdırma (səth/həcm nisbətinin minimuma endirilməsi)
  • elektrostatik qarşılıqlı təsirlərin artması (əlavə ion cütlərinin əmələ gəlməsi, məsələn, daha çox glutamik turşusu)
  • əlavə hidrogen bağları
  • əlavə disulfid körpülər
  • artan hidrofobik qarşılıqlı təsirlər (basdırılmış hidrofobik qalıqların daha çox hissəsi)
  • protein mikromühitini dəyişdirin (osmolitlərdən istifadə edin, pH, duzluluğu dəyişdirin)
  • protein səthini qlikosilləşdirir
  • zəncir uzunluğunu azaltmaq
  • səth amin turşularını dəyişdirin (təsiri tamamilə gözlənilməz ola bilər, lakin sabitliyə məlum təsiri olan səth qalıq nümunələri var; səthə daha çox ionlaşan amin turşuları əlavə edin; hidrofobik qalıqları basdırın və s...)
  • protein fiksasiyası sabitliyi də dəyişə bilər

İstinadlar:

Sürətlə açılan və yenidən qatlanan zülalın termodinamik sabitliyi, tərs, kooperativ və sadə, iki vəziyyətli mexanizmlə. Qatlanma və sabitliyi öyrənmək üçün ən asan zülallar bu cür sürətli geri dönmə qabiliyyətini nümayiş etdirənlərdir. Həm eksperimental dizayn, həm də məlumatların nəzəri müalicəsi geri çevrilən sistemlərlə sadələşdirilir. Beləliklə, sabitlik haqqında ədəbiyyat hesabatlarının əksəriyyətində bu tip geri çevrilən sistemin müzakirəsi təəccüblü deyil. Zülalın sabitliyi sadəcə olaraq qatlanmış və açılmamış vəziyyətlər arasında Gibbsin sərbəst enerjisi, dG fərqidir. Sabitliyə təsir edən yeganə amillər qatlanmış (Gf) və açılmamış (Gu) vəziyyətlərin nisbi sərbəst enerjiləridir. Gu nə qədər böyük və müsbət olarsa, protein denatürasiyaya bir o qədər sabitdir.

Əgər zülal geri çevrilirsə, o, yüksək temperaturda tam açılmış və qeyri-aktiv ola bilər, lakin otaq temperaturuna qədər soyuduqdan sonra yenidən qatlanacaq və fəaliyyətini tam bərpa edəcək. Geri dönməz və ya yavaş-yavaş açılan zülallar vəziyyətində, vacib olan kinetik sabitlik və ya açılma sürətidir. Kinetik cəhətdən sabit olan zülal kinetik cəhətdən qeyri-sabit zülaldan daha yavaş açılır. Kinetik cəhətdən sabit bir zülalda, açılma üçün böyük sərbəst enerji maneəsi tələb olunur və sabitliyə təsir edən amillər, açılma yolundakı ilk addım üçün bükülmüş (Gf) və keçid vəziyyətinin (Gts) nisbi sərbəst enerjiləridir. Protein qatlanmış strukturunun dönməz itkisi aşağıdakılarla təmsil olunur: F <-> U -> I, burada I birləşmə, disulfid mübadiləsi, proteoliz, geri dönməz subunit dissosiasiya, kimyəvi parçalanma və s.

  • 1996 - Zülallarda Sabitlik Mənbəyi
  • 2009 - Denatürasiya edilmiş vəziyyətdə yük-yük qarşılıqlı təsirləri ribonukleaz Sa-nın qatlama kinetikasına təsir göstərir.
  • 2006 - Niyə zülallar yüklənir? Şarj pilləkənləri və kapilyar elektroforez ilə ölçülən zülallarda yük-yük qarşılıqlı əlaqə şəbəkələri

Zülallar və peptidlərdən əldə edilən sübutlar intrapeptid hidrogen bağlarının zülalların qatlanmış formasını sabitləşdirdiyi qənaətini dəstəkləyir. Paradoksal olaraq, kiçik molekullardan gələn sübutlar intrapeptid hidrogen bağlarının peptid-su hidrogen bağlarından daha az əlverişli olduğuna dair əks nəticəni dəstəkləyir. Peptid-peptidin peptid-su hidrogen bağlarının müqayisəsi ilə bağlı bu mübahisədə tez-tez itirilən əlaqəli bir məsələ, təmin edilməmiş hidrogen bağının enerji dəyərini ehtiva edir. Burada təcrübə və nəzəriyyə razılaşır ki, hidrogen bağının qırılması 5-6 kkal/mol arasındadır. Buna görə, bir zülalda təmin edilməmiş bir hidrogen bağı tapma ehtimalı əhəmiyyətsizdir. Bu reallaşdırma zülal konformasiyalarını qiymətləndirmək üçün güclü bir qayda yaradır.

Alfa-spiralın təsvirində Pauling et al. (1951) peptid NH• • •O=C hidrogen bağının enerjisinin -8 kkal/mol təşkil etdiyini və “belə qeyri-sabitlik bu bağların əmələ gəlməməsi nəticəsində yaranacaq ki, biz onların mövcudluğuna əmin ola bilərik. .” Paulinqin ümumi zülal hidrogen rabitəsi enerjisinin əvvəlki təxminləri -5 kkal/mol idi (Mirsky və Pauling 1936). Karbamid dimerlərinin məhlul tədqiqatlarından Schellman təxmin etdi ki, intrapeptid hidrogen bağı peptid-su hidrogen bağı ilə müqayisədə ~1,5 kkal/mol (Schellman 1955) entalpik olaraq üstünlük təşkil edəcəkdir. Bu və buna bənzər erkən tədqiqatlar peptid hidrogen bağının zülal konformasiyalarının sabitləşdirilməsində mühüm amil olduğu qənaətinə gəldi.

Zülalın bükülmüş vəziyyətinin sabitləşməsinin demək olar ki, yalnız hidrofobik təsirə bağlı olduğunu iddia etmək üçün kiçik model birləşmələrin termodinamikasına müraciət edən Kauzmann (1959) tərəfindən məşhur bir araşdırmadan sonra bu fikir kəskin şəkildə dəyişməli idi. Kauzmanın təklifindən qısa müddət sonra Klotz və Franzen (1962) suda N-metilasetamidin interamid hidrogen bağının entalpiyasının sıfır olduğunu təyin etdilər və belə nəticəyə gəldilər ki, “sulu məhlulda interpeptid hidrogen bağlarının daxili sabitliyi kiçikdir”. Eynilə, seyreltilmiş məhlulda başqa bir kiçik molekul, epsilon-kaprolaktam ilə hidrogen bağının əhəmiyyətsiz olduğu göstərilmişdir (Susi və Ard 1969). Kauzmanın bu sonrakı tədqiqatlarla dəstəklənən təklifi, hidrofobik təsirin zülal sabitliyinə böyük enerjili töhfə verdiyi, hidrogen bağlarının bükülmə prosesinə az töhfə verdiyi və ya bəlkə də əksinə olduğu barədə geniş yayılmış fikrə səbəb oldu. Bu məsələlərin son müzakirəsi üçün baxın Baldwin (2003).

Protein hidrogen bağları hər yerdə mövcuddur, istiqamətləndirici və əsasən lokaldır, polipeptid zəncirini alfa və 3_10-spirallara, beta təbəqələrə və beta növbələrə bölür. Birlikdə, bu hidrogen bağlı onurğa strukturları uyğunluğun ən azı 75% -ni təşkil edir, qalan qalıqlar həm əlavə intramolekulyar hidrogen bağında, həm də su ilə hidrogen bağlanmasında iştirak edir. Qeyri-qənaətbəxş onurğa qütb qrupları, demək olar ki, heç vaxt baş verməyəcək dərəcədə enerji baxımından bahadır.

Hidrogen bağlayan baş qruplara (NTA, A, T və MeT lipidləri) malik lipidlərlə funksionallaşdırılmış səthlər arasında qüvvə ölçmələri təmiz suda tək hidrogen bağının enerjisinin təkrarlana bilən dəyərinə gətirib çıxarır: ~0,5 kkal/mol. Bu, su molekulları ilə hidrogen əlaqəsi yaratmaqdansa, baş qrupların bir-biri ilə hidrogen bağı qurmasının enerji baxımından daha əlverişli olduğunu göstərir. Bu, qatlanmış zülaldakı molekuldaxili hidrogen bağlarının, molekuldaxili hidrogen bağına orta hesabla ~1 kkal/mol sabitləşməsi ilə qatlanmamış zülaldakı su molekulları ilə bağlardan enerji baxımından daha əlverişli olduğunu göstərən zülalların sabitliyinə dair keçmiş tədqiqatlarla uyğundur.

  • 1996 - Zülalların konformasiya sabitliyinə töhfə verən qüvvələr.
  • 2005 - Zülallardakı bütün onurğa qütb qrupları hidrogen bağları yaradırmı?
  • 2011 - Açılmamış zülal zəncirlərində onurğaya əsaslanan çökmə
  • 2006 - (silikoda) protein qatlanmasında hidrofobik çökmə
  • 2002 - Qütb və Qeyri-qütblü Amin Turşu Qalıqlarının Zülal Daxilində Basdırılmasının Termodinamik Nəticələri
  • 2003 - Tək Kapsaisin İon Kanallarının İstilik Aktivləşdirilməsinin Termodinamikası VR1
  • 2003 - Termodinamik Sabitliyin Temperatur diapazonu Geri çevrilə bilən iki vəziyyətli zülalların yerli vəziyyəti üçün
  • 2009 - Solventdən göründüyü kimi zülalın soyuq denaturasiyası
  • 2010 - Hidrogen bağlaya bilən N-Aril yan zəncirlərinin taktiki birləşdirilməsi yolu ilə bütün trans-amid onurğaları və peptoid tərs dönüşləri olan peptoidlərin tikintisi
  • 2002 - Funksional lipid təbəqələrinin yapışması ilə yoxlanılan hidrogen bağlarının enerjisi
  • 2012 - Zülallar necə, nə vaxt və niyə çökür: qatlanma ilə əlaqə
  • 2011 - Zülalların qatlanması və yığılmasında hidrofobik və hidrogen əlaqəsi qarşılıqlı təsirləri arasındakı tarazlığın çevrilməsi
  • 2011 - Membran zülalının qatlanması: hidrogen bağları nə qədər vacibdir?

Soyuq denatürasiya meylinin əsas determinantı, ehtimal ki, aşağı temperaturda magistral hidrogen bağlarının sabitliyinin azalmasıdır ki, bu da öz növbəsində hidrofobik nüvə çoxluğunun qablaşdırma üsulundan təsirlənir.

Yeni hazırlanmış təzyiq hüceyrəsindən istifadə edərək, biz indi HBC-ləri çox yüksək dəqiqliklə ölçməklə ubiquitində 31 hidrogen bağının təzyiq və temperaturdan asılı dəyişikliklərini xəritələşdirmişik. Qısa məsafəli hidrogen bağları yalnız orta dərəcədə pozulur, lakin böyük ardıcıllıqla ayrılan (yüksək əlaqə sırası) bir çox hidrogen bağları daha böyük dəyişikliklər göstərir. Əksinə, digər yüksək kontaktlı hidrogen bağları faktiki olaraq təsirsiz qalır.

Biz qaba dənəli modelin NPT simulyasiyaları vasitəsilə temperatur və təzyiq funksiyası kimi qlobal zülalların sabitliyini öyrənirik. Biz zülalların elliptik sabitliyini təkrarlayırıq və təzyiq və soyuq denaturasiya üçün birləşdirici mikroskopik mexanizmi vurğulayırıq. Mexanizm qeyri-polar qalıqların nazik bir su təbəqəsi ilə həllini nəzərdə tutur. Qeyri-qütblü məhlulların digər konformasiyaları ilə müqayisədə bu solvatlaşdırılmış vəziyyətlər daha az həcmə və daha az hidrogen rabitəsi enerjisinə malikdir. Beləliklə, bu solvat vəziyyətləri yüksək təzyiq və aşağı temperaturda əlverişlidir və bu termodinamik şəraitdə zülalın açılmasını asanlaşdırır.

Bundan əlavə, soyuqluğun yayılmasına səbəb olan temperaturun azalması ilə hidrofobik nəmləndirmənin dəyişməsi olduğunu və ümumi prosesin entalpik, istilik denaturasiyasının isə entropik şəkildə idarə olunduğunu tapırıq.

Təzyiq zamanı daha zəif nüfuz nəticəsində müəyyən edilmişdir ki, təzyiqlə denatürasiya olunmuş vəziyyət istiliklə denatürasiya edilmiş vəziyyətlə müqayisədə qismən açılmışdır. Təzyiq denatürasiyası mexanizmi, zülal dinamikasının sərtləşməsinə səbəb olan gücləndirilmiş O - H qarşılıqlı əlaqəsi ilə xarakterizə olunan bir sıra qruplar üzərində suyun hidrogen bağı şəbəkəsinin pozulması ilə əlaqəli idi. Mexanizm isitmə zamanı müşahidə edilənin əksinədir, yəni suyun hidrogen rabitəsi şəbəkəsinin yumşalması daha yumşaq bir protein dinamikasına səbəb olur.

Belə nəticəyə gəlmək olar ki, yüksək təzyiqlərdə zülal denaturasiyasının əsas hərəkətverici qüvvəsi hidrofobik təsirlə bağlı mövcud nəzəriyyələrin heç birinə zidd olmadan suyun strukturunun dəyişməsi nəticəsində hidrofobik effektin azalmasıdır.

Təzyiq denatürasiyası üçün iri yan zəncirlər arasında hidrofobik qarşılıqlı təsirin zəifləməsi aşağı temperaturda həlledici əhəmiyyət kəsb edir, bu da yüksək təzyiqlərdə bükülmüş onurğa sütununun strukturunun açıq-aşkar destabilizasiyasına gətirib çıxarır.

  • 2013 - beta-saç sancaqlarının soyuq denaturasiyasını göstərən molekulyar dinamikanın simulyasiyası.
  • 2012 - Protein Ubiquitində soyuqdan səbəb olan dəyişikliklər
  • 2008 - Soyuq Denaturasiya üçün Mikroskopik Mexanizm
  • 2009 - Aşağı temperaturda hidrofobiklik və zülalın soyuq denaturasiyası
  • 2012 Zülal strukturunun əsas stabilləşdirici elementləri hidrogen rabitə şəbəkəsinin təzyiq və temperatur pozğunluğu ilə müəyyən edilir
  • 2012 - Zülalların Təzyiq və Soyuq Denaturasiyaları üçün Birləşdirici Mikroskopik Mexanizm
  • 2012 - Protein Sabitliyində Hidrofobik Nəmləndirmənin Rolu: Soyuq və İstilik Denaturasiyasını nümayiş etdirən 3D Suda Açıq Protein Modeli
  • 2011 - Yaşıl flüoresan zülalın anomal termal birləşməsinin molekulyar mexanizmləri
  • 2011 - Raman Spektroskopiyası Tədqiqatlarından Lizozim Təzyiq Denatürasiyası Mexanizminin Təhlili və Termal Denaturasiya ilə Müqayisə
  • 2008 - Protein aqreqatlarının və amiloid fibrillərinin soyuq və təzyiq nəticəsində dissosiasiyası
  • 2009 - Təzyiq və zülal denatürasiyası altında hidrofobik effektin davranışı
  • 2004 - Protein fraqmentinin geri çevrilə bilən temperatur və təzyiq denaturasiyası: Replika mübadiləsi molekulyar dinamikasının simulyasiya tədqiqatı

Müəyyən edilmişdir ki, onurğa sütununun hidrogen bağlanmasını əhatə edən energetika, zülal sabitliyindəki bu dəyişiklikləri demək olar ki, tamamilə idarə edir, osmolit kosolventləri həlledici keyfiyyətinə görə həlledici-onurğa və onurğa-onurğa hidrogen bağları arasında sadəcə birləşir.

  • 2008 - Protein qatlanmasında hidrogenlə əlaqəli onurğanın strukturu və enerjisi
  • 2008 - Karbamid, lakin guanidinium deyil, peptid qrupuna hidrogen bağları yaradaraq zülalları sabitsizləşdirir.
  • 2011 - Karbamid tərəfindən zülal denatürasiyasına onurğa və yan zəncir töhfələri
  • 2009 - SDS-induksiya etdiyi zülal denatürasiyası mexanizmi haqqında
  • 1995 - Hidrogen Bağları və Ovomucoid Üçüncü Sahə Sabitliyinin pH asılılığı
  • 2004 - Xaotrop və Kosmotropik Kosolventlərin Zülalların Təzyiqlə Açılması və Denatürasiyasına Təsirləri:? Staphylococcal Nuclease üzrə FT-IR Tədqiqatı
  • 2002 - Quanidinium və tiosiyanat ionlarının nəmləndirici quruluşu: Sulu məhlulda zülal sabitliyi üçün təsirlər

Ümumilikdə, sonikasiya prosesi WPC məhlullarında zülalların strukturuna az təsir göstərmişdir ki, bu da zərdab zülalına əsaslanan süd məhsullarının ultrasəs emalı zamanı funksional xüsusiyyətlərin qorunması üçün vacibdir.

Burada təqdim olunan məlumatlar göstərir ki, fibrinolitik sistemlərin zülalları arasında fibrinogen ultrasəsin təsirinə ən həssas zülallardan biridir. Fərqli model sistemlərində və ultrasəs müalicəsinin müxtəlif rejimlərində yerli fibrinogenlə müqayisədə laxtalanma qabiliyyətinin itirilməsi və plazminolizin daha yüksək sürəti ilə xarakterizə olunan ultrasəs nəticəsində fibrinogen aqreqatlarının meydana gəlməsi in vitro göstərilmişdir.

  • 2011 - Ultrasəsin bərpa edilmiş zərdab protein konsentratında zülalların termal və struktur xüsusiyyətlərinə təsiri
  • 2011 - Aşağı tezlikli ultrasəsin fibrinogenin bəzi xüsusiyyətlərinə və plazminolizinə təsiri

Fərqli eksperimental protokollarla əldə edilən nəticələr, bununla belə, GrpE-nin konformasiya tarazlığının sınaqdan keçirilmiş tezlik və sahə gücü diapazonunda elektromaqnit sahələrə həssas olmadığını göstərir.

İmpulslu elektrik sahələrinin (PEF) müalicəsinin (0-547 µs və 0-40 kV/sm) soya zülalının izolatlarının (SPI) fiziki-kimyəvi xassələrinə təsiri öyrənilmişdir. Daimi impuls eni 2 µs, impuls tezliyi 500 pulse/saniyədə (pps) və nümunə axını sürətində PEF gücünün və müalicə müddətinin artması ilə həllolma, səthsiz sulfhidrillər (SHF) və SPI dispersiyalarının hidrofobikliyi (20 mq/ml) artdı (1 ml/s). PEF gücü və müalicə müddəti 30 kV/sm və 288 µs-dən yuxarı olduqda, hidrofobik qarşılıqlı təsirlər və disulfid bağları ilə SPI-nin denaturasiyası və aqreqasiyası səbəbindən həllolma, səth SHF və SPI-nin hidrofobikliyi azaldı. Ölçü-istisna xromatoqrafiyası və lazer işığının səpilmə təhlilləri daha güclü PEF müalicəsinin səbəb olduğu dissosiasiya, denaturasiya və SPI-nin reaqreqasiyasını nümayiş etdirdi. Dairəvi dikroizm təhlili göstərdi ki, PEF müalicəsi SPI-nin əhəmiyyətli ikincil struktur dəyişiklikləri yaratmadı.

Kompakt və aşağı qiymətli dəzgah üstü, impulslu elektrik sahəsinin təmizlənməsi sistemi dizayn edilmiş və hazırlanmışdır. Qurğu yüksək gərginlikli impuls generatorundan (? 30 kV) və ? 148 ml tutumu. 4-26 kV-lik quraşdırma gərginliyi diapazonunda 0,3 sm elektrod məsafəsi, 13-87 kV/sm sahədə, 0,5 Hz impuls tezliyindən istifadə edərək səkkiz müxtəlif ferment məhluluna 30 impuls (ani yüklənmənin dəyişdirilməsi ilə) tətbiq edilmişdir. , 2 µs impuls eni və 20 °C proses temperaturu. Bəzi fermentlər üçün impuls müalicələrindən sonra fəaliyyətlər azaldı: lipaz, qlükoza oksidaz və istiliyədavamlı ?-amilaza 70-85% böyük azalma nümayiş etdirdi; peroksidaza və polifenol oksidaz orta dərəcədə 30-40% azalma göstərdi, halbuki qələvi fosfataz istifadə edilən şərtlərdə yalnız cüzi 5% azalma göstərdi. Digər tərəfdən, müəyyən bir gərginlik diapazonu altında lizozim və pepsinin ferment fəaliyyəti artmışdır. Elektrik impuls profili (ani yükün geri çevrilməsi) müxtəlif fermentlərin fəaliyyətinin azaldılmasında çox mühüm rol oynamışdır.

Yüksək gərginlikli impulslu elektrik sahəsinin (PEF) yerli və ya termal denatürasiya olunmuş ferment fəaliyyətinə təsiri tədqiq edilmişdir. PEF müxtəlif yerli fermentlərə tətbiq edildikdə, PEF müalicəsindən sonra ilkin ferment aktivliyinin 105-120% -i müşahidə edildi. Fermentin aktivləşdirilməsinin PEF müalicəsi ilə mümkün olacağı təklif edildi. PEF-dən istifadə edərək termal denatürasiya edilmiş fermentin yenidən qatlanmasına cəhd etdik. PEF denatürləşdirilmiş peroksidaza tətbiq edildikdə, PEF-də fermentin yenidən qatlanması sürətlənmiş və 12 kV/sm və 30 s PEF müalicəsindən sonra ilkin aktivliyin 60%-i müşahidə edilmişdir, baxmayaraq ki, bu fermentin kortəbii yenidən qatlanması ilkin aktivliyin 40%-i ilə nəticələnmişdir. Digər tərəfdən, PEF termal denatürasiya edilmiş laktat dehidrogenazaya (LDH) tətbiq edildikdə, PEF-in induksiya etdiyi əlavə inaktivasiya müşahidə edildi. PEF-in təsirinin fermentin növündən asılı olduğu irəli sürüldü.

  • 2014 - Zülal konformasiyasında və istilik sabitliyində mümkün elektromaqnit sahəsinin səbəb olduğu dəyişikliklərin real vaxtda qiymətləndirilməsi
  • 2007 - İmpulslu elektrik sahələrinin soya zülalının izolatlarının fiziki-kimyəvi xassələrinə təsiri
  • 1997 - Yüksək sahəli elektrik impulslarının seçilmiş fermentlərin aktivliyinə təsiri
  • 2007 - İmpulslu elektrik sahəsinin müxtəlif ferment fəaliyyətlərinə təsiri

Halofillərdə zülalın sabitliyi və funksiyası artan ion bağlanması və qlutamik turşu tərkibi ilə qorunur, hər ikisi zülal ehtiyatının yüksək duzda su uğrunda rəqabət aparmasına imkan verir. Asidofillər və alkalofillər neytral hüceyrədaxili pH göstərir; pH-nin xarici ifratları ilə üzləşən zülallar ionlaşan amin turşularında anormal dərəcədə yüksək tərkibə malikdirlər.

Bu faktlar göstərir ki, qlobular zülallar otaq temperaturu ətrafında maksimum sabit olmalıdır. Bunlardan 26-sı unikaldır və 26-dan 20-si struktur xüsusiyyətlərindən, ərimə temperaturundan və ya mənbə orqanizmlərinin yaşayış temperaturlarından asılı olmayaraq otaq temperaturu ətrafında maksimum sabitdir. Onların maksimal sabitliyin orta temperaturu 293 ± 8 K (20 ± 8 ° C) təşkil edir. Fərdi amin turşularının zülal sabitliyinə orta energetik töhfəsi zülal ölçüsünün artması ilə azalır.

Protein quruluşuna təsiri baxımından təhlil edildikdə, termofil orqanizmlərin zülallarının nisbi sabitləşməsini əldə etmə yollarını aşağıdakı kimi təsnif etmək olar:

  • yığcamlığın artırılması və daha yaxşı qablaşdırılması
  • elektrostatik qarşılıqlı təsirlərin artması
  • əlavə hidrogen bağları
  • əlavə disulfid körpülər
  • hidrofobik qarşılıqlı təsirləri artırır
  • protein mikromühiti
  • qlikozilləşmə

Zülal sabitliyinin rasional modifikasiyası zülal dizaynının vacib məqsədidir. Zülal səthinin elektrostatik qarşılıqlı təsirləri təkamül baxımından sabitlik üçün optimallaşdırılmayıb və zülalların rasional yenidən dizaynı üçün cəlbedici hədəfdir. Biz göstəririk ki, səth yüklü mutantlar fərqli və gözlənilməz üsullarla, o cümlədən mövcud üsullarla proqnozlaşdırılmayan, hətta yalnız həlledici təsirə məruz qalan ərazilər hədəf alındıqda belə, sabitləşdirici təsirlər göstərə bilər. Villin başlıq alt domenində üç həllediciyə məruz qalmış lizinlərin fərdi mutasiyası proteini əhəmiyyətli dərəcədə sabitləşdirir, lakin sabitləşmə mexanizmi hər bir halda çox fərqlidir. Bir mutasiya yerli-dövlət elektrostatik qarşılıqlı təsirləri qeyri-sabitləşdirir, lakin denatürasiya edilmiş vəziyyətə daha böyük destabilləşdirici təsir göstərir, ikincisi yüklənmiş qalıq tərəfindən ödənilən desolvasiya cəzasını aradan qaldırır, üçüncüsü isə gözlənilməz yerli vəziyyət qarşılıqlı təsirlərini təqdim edir, lakin elektrostatikanı dəyişdirmir. Nəticələrimiz göstərir ki, hətta intuitiv görünən mutasiyalar belə gözlənilməz və mürəkkəb qarşılıqlı təsirlər vasitəsilə öz təsirlərini göstərə bilər.

Bu nəticələr göstərir ki, yerüstü yük-yük qarşılıqlı təsirləri zülal sabitliyi üçün vacibdir və zülal səthində yük-yük qarşılıqlı təsirlərinin rasional optimallaşdırılması zülal sabitliyini artırmaq üçün əlverişli strategiya ola bilər.

Biz tək divarlı karbon nanoborucuqlarının (SWNTs) yeni xüsusiyyətini aşkar etdik ki, onların zülalları yüksək temperaturda və üzvi həlledicilərdə adi düz dayaqlardan daha böyük dərəcədə sabitləşdirmək qabiliyyəti. Eksperimental nəticələr və nəzəri təhlillər göstərir ki, stabilləşmə SWNT-lərin əyriliyi nəticəsində baş verir ki, bu da əlverişsiz protein-zülal lateral qarşılıqlı təsirlərini sıxışdırır. Nəticələrimiz həmçinin göstərir ki, bu fenomen SWNT-lərə xas deyil, digər nanomateryallara da şamil edilə bilər. Zülal-nanoboru konjugatları biosensorlarda, diaqnostikada, bioaktiv filmlərdə və biotik və abiotik komponentləri birləşdirən digər hibrid materiallarda potensial istifadəsi olan aktiv və sabit katalitik materialların yeni nəslini təmsil edir.

N-terminus və Glu 14 arasındakı əsas zəncirdən yan zəncirvari duz körpüsünün PFRD-XC4-ü 1,5 kkal mol-1 sabitləşdirdiyi aşkar edilmişdir. Zülalın onurğasını əhatə edən səth duz körpüsünün yaradılmasının entropik dəyəri azalır, çünki onurğa zülal qatlanması zamanı artıq hərəkətsizləşmişdir.

  • 2000 - məhlulda qlobulyar zülalların sabitliyi və sabitləşməsi
  • 2002 - Geri çevrilə bilən iki vəziyyətli zülalların maksimal sabitlikləri
  • 2014 - Fermentlərin termostabilizasiyası: Ən müasir vəziyyət
  • 2012 - Səth sahələrini hədəf alaraq zülal sabitliyinin rasional modifikasiyası mürəkkəb nəticələrə gətirib çıxarır
  • 2012 - Protein Biofizikasında Disulfid Bağlanması
  • 2011 - Metanol Hidrogen Bağlarını Gücləndirir və Zülallarda Hidrofobik Qarşılıqlı Təsirləri Zəiflədir - Birləşdirilmiş Molekulyar Dinamika və NMR tədqiqatı
  • 2011 - Hidrofobik Qarşılıqlı Etkilərin Zülal Sabitliyinə Töhfəsi
  • 1997 - Zülalın istilik sabitliyi, hidrogen bağları və ion cütləri
  • 2005 - Zülalların istilik sabitliyi.
  • 2004 - Zülalın quruluşu, sabitliyi və suda və digər həlledicilərdə həll olunma qabiliyyəti.
  • 2000 - Yüklənmiş səth qalıqlarının mutasiyası ilə zülal sabitliyinin rasional modifikasiyası
  • 2006 - Protein Sabitliyi və Səth Elektrostatikası:? Yüklü Münasibət
  • 2003 - Səth duz körpülərinin zülal sabitliyinə töhfəsi: Protein mühəndisliyi üçün təlimatlar
  • 2000 - Sükrozun zərdab zülallarının termal denaturasiyasına, gelləşməsinə və emulsiya stabilləşməsinə təsiri
  • 2006 - Nanoölçülü Ətraf Mühitin Nəzarəti vasitəsilə Zülal Sabitliyinin Artırılması
  • 2000 - Səthi duz körpülərinin zülal sabitliyinə töhfəsi
  • 2003 - İnteqral membran zülal sabitliyinin lipid ikiqat qüvvələrinə elastik birləşməsi

Köpükdə protein denatürasiyası

Bu tədqiqatın məqsədi zülal molekullarının köpükdə denatürasiyaya uğraması mexanizmini aydınlaşdırmaq idi. Müəyyən edilmişdir ki, zülalın zədələnməsi əsasən qaz-maye interfeysində səthin denaturasiyası ilə bağlıdır. Adsorbsiya olunan molekulların bir hissəsi desorbsiya zamanı öz doğma vəziyyətinə qayıtmır. Denatürasiya dərəcəsinin mobil və ya qismən mobil interfeyslər üçün drenajla artırılan interfasial məruz qalma ilə birbaşa əlaqəli olduğu aşkar edilmişdir. İki fərqli zülalla aparılan təcrübələr göstərdi ki, sınaqların şərtləri altında səthdə adsorbsiya edilmiş BSA molekullarının təxminən 10%-i desorbsiya zamanı denatürasiya olunmuş qalır. Pepsin üçün bu rəqəm təxminən 75% idi. Əvvəllər köpükdə zülalın zədələnməsinin əsas səbəbi hesab edilən oksidləşmənin minimal olduğu müəyyən edilmişdir. Neither do the high shear stresses in the liquid bulk encountered during bubble bursting cause denaturation, because energy is dissipated at a much greater length scale than that of the protein molecule. Copyright 1999 Academic Press.


Denaturation of Proteins (with Denaturing Agents)

Denaturation may be defined as the disruption of the secondary, tertiary and quarternary structure of the native protein resulting in the alterations of the physical, chemical and biological characteristics of the protein by a variety of agents.

The native proteins are said to be the proteins occurring in animal and plant tissues. They pos­sess many characteristic properties such as solubil­ity, viscosity, optical rotation, sedimentation rate, electrophoretic mobility etc. For an oligomeric protein, denaturation may involve dissociation of the protomers with or with­out subsequent unfolding or with or without un­dergoing changes in protomer conformation.

Denaturing Agents:

Heat, surface action, ul­traviolet light, ultrasound, high pressure etc.

Acids, alkalis, heavy metal salts, urea, ethanol, guanidine de­tergents etc. Urea and guanidine probably interfere with the hydrogen bonds between peptide linkages. Acids and alkalis probably attack directly the hy­drogen bonds in the secondary and tertiary struc­ture of proteins.

Physical Alterations:

Many proteins, especially of the globular type, can be crystallized in the native state. But dena­tured proteins cannot be crystallized.

Chemical Alterations:

The denatured protein is greatly decreased in solubility at its isoelectric point. The chemical groups are exposed to chemical reactions and more readily detected as a result of the unfolding proc­ess in denaturation. Among these are sulphydryl group of cysteine, the disulphide group of cystine and the phenolic group of tyrosine.

Biological Alterations:

The digestibility of certain denatured proteins by proteolytic enzymes is increased. Enzymatic or hormonal activity is usually destroyed by dena­turation. The antigenic or antibody functions of proteins are frequently altered.

If the denaturation is severe, the protein mol­ecules become insoluble and precipitation results as well as the changes in the properties of the pro­teins are permanent and “irreversible”. In case of mild denaturation, there is “reversible denatura­tion” leading to the slight changes in the proper­ties of the protein which can be restored to the na­tive state after suitable treatment.

1. The precipitation of the native protein as a result of denaturation is used to advan­tage in the clinical laboratory.

2. Blood or serum samples to be analysed for small molecules (e.g., glucose, uric acid, drugs) generally are first treated with ac­ids such as trichloroacetic acid, phosphotungstic acid or phosphomolybdic acid to precipitate most of the proteins present in the sample. This is removed by cen­trifugation and the protein-free supernatant liquid is then analysed.

3. Denaturation is used to know the enzyme catalysed reaction of an extract at the loss of the enzyme activity when boiled or acidified.

Denaturation and Renaturation of Proteins:

Bovine ribonuclease of single polypeptide chain of 124 amino acid residues with small molecular weight contains four disulphide bonds. When it is treated with β-mercaptoethanol in 8 M. urea, the disulphide bonds are reduced to -SH groups as a result of the denaturation of the en­zyme and the enzyme activity is also lost.

Denatured ribonuclease, when freed from urea and β-mercaptoethanol by dialysis, slowly regains enzymic activity as the SH groups are oxidized by oxygen of air to form S-S bonds. But if the reduced ribonuclease in 8 M. urea solution is re-oxidized it loses its enzymic activity almost completely as wrong disulphide bonds are formed resulting in ‘scrumbled’ ribonuclease.

Similarly, when egg albumin is heated till it is coagulated, the denaturation is irreversible and the secondary and tertiary structure of the proteins are completely lost resulting in a mixture of ran­domly arranged polypeptide chains.


Odorant Binding and Chemosensory Proteins

Nadja Hellmann , in Methods in Enzymology , 2020

3.1 Equilibrium conditions and the issue of reversibility

Strictly speaking, when investigating protein denaturation , thermodynamic equilibrium means that the fractions of protein in the various states (native, intermediate, denatured) are only determined by the conditions (e.g., denaturant concentration, temperature) and not by the path which led to this state (e.g., per unfolding or per refolding). Thus, unfolding and refolding curves should not show any hysteresis, but should overlap. Then the process is reversible, and both curves are in equilibrium.

To achieve equilibrium conditions, as indicated by a temporally stable spectroscopic signal, it might take a while: for chemical denaturation of OBPs often incubation times of 24 h were employed. The refolding process might take even longer and often displays considerable hysteresis ( Stepanenko et al., 2014, 2016b ). Typically, the refolding curve is the one which does not represent equilibrium conditions.

In thermal denaturation studies, different results might be obtained for different heating rates. If denaturation is slower than the change in temperature, the denatured fraction lags behind and the curves obtained do not represent equilibrium conditions.

Irreversible aggregation of the denatured protein tends to occur in thermal denaturation ( Parisi et al., 2005 ). If the temperature at which aggregation starts (Tagg) is considerably higher than the denaturation temperature (Tm), it is possible to separate the two processes, and restrict the analysis to the range below Tagg. Not unfrequently, however, both processes take place within a narrow temperature range, and the obtained value of Tm might be distorted.


How Does Denaturation Affect the Function of a Protein?

Denaturation causes a protein to lose its biological function. For example, a denatured enzyme would no longer be able to catalyze a reaction.

Denaturation does not alter the protein's structure, nor does it hydrolyze the peptide bonds. While it causes the protein's structure to unfold, the amino acids forming it remain. Following denaturation, a protein cannot fulfill its biological role. This means an enzyme can no longer catalyze its target reaction, and insulin cannot target molecules to aid the movement of glucose into cells. When using heat to denature a protein, there are some instances where cooling it down can restore its function. However, in most cases the alteration is permanent.

There are several ways to denature a protein. Using salt, urea, acids and bases and heat interrupts the bonds between hydrogen and amides, which in turn causes it to lose its structure. When it comes to tertiary proteins, this may mean losing a hydrogen bond, disulfide bond, salt bridge and non-polar covalent bonds. Because of this, there is a broad number of substances that lead to denaturation. Heat can be used to break non-polar covalent bonds and hydrogen bonds. It is because of this that heat is a useful tool for sterilizing medical supplies and food preparation areas.


Protein denatürasiyası

When a solution of a protein is boiled, the protein frequently becomes insoluble—i.e., it is denatured—and remains insoluble even when the solution is cooled. The denaturation of the proteins of egg white by heat—as when boiling an egg—is an example of irreversible denaturation. The denatured protein has the same primary structure as the original, or native, protein. The weak forces between charged groups and the weaker forces of mutual attraction of nonpolar groups are disrupted at elevated temperatures, however as a result, the tertiary structure of the protein is lost. In some instances the original structure of the protein can be regenerated the process is called renaturation.

Denaturation can be brought about in various ways. Proteins are denatured by treatment with alkaline or acid, oxidizing or reducing agents, and certain organic solvents. Interesting among denaturing agents are those that affect the secondary and tertiary structure without affecting the primary structure. The agents most frequently used for this purpose are urea and guanidinium chloride. These molecules, because of their high affinity for peptide bonds, break the hydrogen bonds and the salt bridges between positive and negative side chains, thereby abolishing the tertiary structure of the peptide chain. When denaturing agents are removed from a protein solution, the native protein re-forms in many cases. Denaturation can also be accomplished by reduction of the disulfide bonds of cystine—i.e., conversion of the disulfide bond (―S―S―) to two sulfhydryl groups (―SH). This, of course, results in the formation of two cysteines. Reoxidation of the cysteines by exposure to air sometimes regenerates the native protein. In other cases, however, the wrong cysteines become bound to each other, resulting in a different protein. Finally, denaturation can also be accomplished by exposing proteins to organic solvents such as ethanol or acetone. It is believed that the organic solvents interfere with the mutual attraction of nonpolar groups.

Some of the smaller proteins, however, are extremely stable, even against heat for example, solutions of ribonuclease can be exposed for short periods of time to temperatures of 90 °C (194 °F) without undergoing significant denaturation. Denaturation does not involve identical changes in protein molecules. A common property of denatured proteins, however, is the loss of biological activity—e.g., the ability to act as enzymes or hormones.

Although denaturation had long been considered an all-or-none reaction, it is now thought that many intermediary states exist between native and denatured protein. In some instances, however, the breaking of a key bond could be followed by the complete breakdown of the conformation of the native protein.

Although many native proteins are resistant to the action of the enzyme trypsin, which breaks down proteins during digestion, they are hydrolyzed by the same enzyme after denaturation. The peptide bonds that can be split by trypsin are inaccessible in the native proteins but become accessible during denaturation. Similarly, denatured proteins give more intense colour reactions for tyrosine, histidine, and arginine than do the same proteins in the native state. The increased accessibility of reactive groups of denatured proteins is attributed to an unfolding of the peptide chains.

If denaturation can be brought about easily and if renaturation is difficult, how is the native conformation of globular proteins maintained in living organisms, in which they are produced stepwise, by incorporation of one amino acid at a time? Experiments on the biosynthesis of proteins from amino acids containing radioactive carbon or heavy hydrogen reveal that the protein molecule grows stepwise from the N terminus to the C terminus in each step a single amino acid residue is incorporated. As soon as the growing peptide chain contains six or seven amino acid residues, the side chains interact with each other and thus cause deviations from the straight or β-chain configuration. Depending on the nature of the side chains, this may result in the formation of an α-helix or of loops closed by hydrogen bonds or disulfide bridges. The final conformation is probably frozen when the peptide chain attains a length of 50 or more amino acid residues.


Online Literature:

  1. K. A. Dill and J. L. MacCallum, The protein folding problem, 50 years on, Science 338, 1042-1046 (2012). (PDF) (Full Text Online) (podcast)
  2. Southall, N.T., K.A. Dill, and A.D.J. Haymet. A View of the Hydrophobic Effect. Journal of Physical Chemistry B 106: 521-533 (2002). (PDF)
  3. Summary of studies from small molecules (N-methyacetamide and benzene)

It is clear that proteins are not all that stable, and many contributions of varying magnitudes must sum to give the proteins marginal stability under physiological conditions. Hydrophobic interaction, defined in the new sense, must play a major role in stability. Also, since proteins are so highly packed compared to a lose denatured state, London Forces must also play a significant part. (Remember dispersion forces are short range and become most significant under conditions of closest packing.) Opposing folding is the chain conformational entropy just described. Since proteins are so marginally stable, even one unpaired buried ionic side chain, or 1-2 unpaired buried H bond donors and acceptors in the protein may be enough to "unravel" the native structure, leading to the denatured state.


Odorant Binding and Chemosensory Proteins

Nadja Hellmann , in Methods in Enzymology , 2020

3.1 Equilibrium conditions and the issue of reversibility

Strictly speaking, when investigating protein denaturation , thermodynamic equilibrium means that the fractions of protein in the various states (native, intermediate, denatured) are only determined by the conditions (e.g., denaturant concentration, temperature) and not by the path which led to this state (e.g., per unfolding or per refolding). Thus, unfolding and refolding curves should not show any hysteresis, but should overlap. Then the process is reversible, and both curves are in equilibrium.

To achieve equilibrium conditions, as indicated by a temporally stable spectroscopic signal, it might take a while: for chemical denaturation of OBPs often incubation times of 24 h were employed. The refolding process might take even longer and often displays considerable hysteresis ( Stepanenko et al., 2014, 2016b ). Typically, the refolding curve is the one which does not represent equilibrium conditions.

In thermal denaturation studies, different results might be obtained for different heating rates. If denaturation is slower than the change in temperature, the denatured fraction lags behind and the curves obtained do not represent equilibrium conditions.

Irreversible aggregation of the denatured protein tends to occur in thermal denaturation ( Parisi et al., 2005 ). If the temperature at which aggregation starts (Tagg) is considerably higher than the denaturation temperature (Tm), it is possible to separate the two processes, and restrict the analysis to the range below Tagg. Not unfrequently, however, both processes take place within a narrow temperature range, and the obtained value of Tm might be distorted.


Zülal

Zülallar peptid bağları ilə bir-birinə bağlı olan amin turşusu qalıqlarından (100-dən çox amin turşusu) əmələ gəlir, kimyəvi cəhətdən amin turşularının zülala polimerləşməsi dehidrasiya reaksiyasıdır, yüksək molekulyar çəkiyə (5000-dən çox) kolloid xarakterlidir, qeyri-kolloiddir. dializ edilə bilən və istiliyə davamlıdır. Hər bir zülalın unikal, dəqiq müəyyən edilmiş amin turşuları ardıcıllığı var, amin turşusu ardıcıllığı bir neçə səbəbə görə vacibdir:

  • Zülalların amin turşularının ardıcıllığını bilmək onun təsir mexanizmini (məsələn, fermentin katalitik mexanizmi) təmizləməyə kömək edir.
  • Amin turşularının ardıcıllığında dəyişiklik anormal funksiyaya və xəstəliklərə səbəb ola bilər, məsələn. Sickle cell disease.

Protein quruluşu

Protein quruluşundan məsul olan bağlar bunlardır:

I. Kovalent rabitələr

  1. Peptid bağları (amid bağları):Bir amin turşusunun karboksilik qrupu digər amin turşusunun amin qrupu ilə birləşir (bir su molekulunun çıxarılması ilə). Bu sərt bir bağdır, güclüdür, bu bağ ətrafında (C və N atomlarını birləşdirən) zülal molekulunun fırlanması baş verə bilməz, buna görə də zülal strukturunu sabitləşdirir, bu bağ transformasiyada baş verir və bütün 4 atom eyni müstəvidə yerləşir. (yəni düzənlidir).Zülalların denatürasiyası zamanı peptid bağları pozulmur, yəni. istilik və ya rentgen şüalarına məruz qaldıqda və ya silkələnmə zamanı onlar enzimatik təsir və ya yüksək temperaturda güclü turşu və ya baza ilə qırıla bilər.
  2. Disulfid bağları (-S-S-):Onlar eyni polipeptid zəncirində və ya müxtəlif polipeptid zəncirlərində 2 sistein qalığı arasında meydana gəlir, çox sabit bir bongdur, zülal denatürasiyası üçün adi şərtlərə müqavimət göstərir.

II. Qeyri-kovalent bağlar

Bunlar zəif bağlardır, asanlıqla ayrıla bilər, lakin zülal molekulunda bu bağların çoxluğu zülal qatlanmasını dəstəkləyən qüvvələri artırır.

  1. Hidrogen bağları -NH qrupunun hidrogeni ilə müxtəlif peptid bağlarının karbonil oksigeni arasında hidrogen atomunun paylanması baş verdikdə, hidrogen bağları qütb yüksüz R qrupları arasında yarana bilər, məsələn. -Oh bir-biri ilə və ya su ilə.
  2. Hidrofobik qarşılıqlı təsirlər:The non-polar side chains of neutral amino acids tend to be introduced to the inside of the protein molecule exposed to water, they are not true bonds but interactions that help to stabilize the protein structure.
  3. Electrostatic bonds (ionic interaction or salt bridge): These bonds occur between the charged group of side chains of amino acids, (NH3 + of basic amino acids and COO¯ of acidic amino acids)
    They are either:
    a. Repulsive: If the interactions between the side chains are of the same sign, [both are (+) or both are (-)].
    b. Attractive: If the interactions occur between side chains of different charges [i.e. one is (+) and the other is (-)].
The conformation of proteins (Orders of protein structure)

In its native form, protein molecule has a characteristic three-dimensional shape (primary, secondary, tertiary structure), which is required for its specific biological function or activity, proteins formed of two or more polypeptide chains have a quaternary structure.

Protein quruluşu

1- Primary structure of proteins

This refers to the number and sequence of amino acids in the polypeptide chain or chains linked by peptide bonds, understanding of primary structures of proteins is important because many genetic diseases result with abnormal amino acid sequences. The amino acids sequences are read from N-terminal (amino acid number 1) to C-terminal ends of the peptide, the primary structure of proteins determines the secondary and tertiary structures which are essential for protein functions.

2- Secondary structure of proteins

Coiling, folding, or bending of the polypeptide chain leading to specific structure kept by interactions of amino acids close to each other in the sequence of the polypeptide chain, there are two main regular forms of secondary structure: α-helix and β-pleated sheets, other forms may be found.

3- Tertiary structure of proteins

It is the three-dimensional structure of each polypeptide chain, there are two main forms of tertiary structure: fibrous and globular types.

Domains are the functional and three-dimensional structural units of a polypeptide, folding of the peptide chain within a domain is independent of folding in other domains, thus each domain has the characteristics of a small compact globular protein, polypeptides that are greater than 200 amino acids generally consist of two or more domains,

The domains are usually connected with relatively flexible areas of protein. Interactions stabilizing tertiary structure include disulfide bonds, hydrophobic interactions, hydrogen bonds, and ionic interactions.

4- Quaternary structure of proteins

Certain polypeptides will aggregate to form one functional protein, proteins possess quaternary structure if they consist of 2 or more polypeptide chains, structurally identical, or totally unrelated united by non-covalent bonds (hydrogen, electrostatic bonds, and hydrophobic interaction), such proteins are termed oligomers, and the individual polypeptide chain is termed monomer or subunit, this protein will lose its function when the subunits are dissociated.
məs. Hemoglobin is an example of protein present in the quaternary structure, it is a tetramer having 2α chains and 2β chains.

Zülalların denaturasiyası

It is the loss of native structure (natural conformation) of protein by many physical or chemical agents leading to changes in the secondary, tertiary, and quaternary structure of proteins due to rupture of the non-covalent bonds (hydrogen bonds, hydrophobic bonds, and electrostatic bonds and may be disulphide, but not peptide bonds), with loss of biological activity. Denaturation disrupts all orders of protein structure except the primary structure.


What is the Role of SDS

The R-groups of amino acids in a particular protein may bear either positive or negative charge, making the protein an amphoteric molekul. Therefore, in the native state, different proteins with the same molecular weight migrate at different speeds on the gel. This makes the separation of proteins in the polyacrylamide gel difficult. The addition of SDS to the protein denatures the proteins and covers them in a uniformly-distributed, net negative charge. This allows the migration of proteins towards the positive electrode during electrophoresis. In other words, SDS linearizes the protein molecules and masks the various types of charges on R-groups. In conclusion, the charge to mass ratio in SDS-coated proteins is same hence, there will be no differential migration based on the charge of the native protein. A SDS-PAGE of red blood cell membrane proteins is shown in figure 3.

Figure 3: SDS-PAGE

In addition to SDS-PAGE, SDS is used as a detergent in nucleic acid extractions for the disruption of the cell membrane and dissociation of nucleic acid: protein complexes.

Nəticə

SDS is an anionic detergent used as a detergent in various types of biotechnological techniques. It denatures the tertiary structure of a protein to produce a linear protein molecule. Furthermore, it binds to the denatured protein in a uniform manner, providing a uniform charge to mass ratio to all types of proteins. A net negative charge is given to the protein molecule by SDS by masking the charges on R-groups of amino acids of the protein. Hence, SDS allows the separation of proteins based on their molecular weight on a PAGE as the charge is proportional to the molecular weight of the denatured proteins by SDS.

İstinad:

1. “How SDS-PAGE Works.” Bitesize Bio, 16 Feb. 2018, Available here.

Şəkil Nəzakət:

1. “SDS with structure description” By CindyLi2016 – Own work (CC BY-SA 4.0) via Commons Wikimedia
2. “Protein-SDS interaction” By Fdardel – Own work (CC BY-SA 4.0) via Commons Wikimedia
3. “RBC Membrane Proteins SDS-PAGE gel” By Ernst Hempelmann – Ernst Hempelmann (Public Domain) via Commons Wikimedia

Müəllif haqqında: Lakna

Molekulyar Biologiya və Biokimya üzrə məzun olan Lakna, Molekulyar Bioloqdur və təbiətlə əlaqəli şeylərin kəşfinə geniş və böyük maraq göstərir.


Videoya baxın: TAPSIRIQ #3 cinsiyyetin genetikasi (Avqust 2022).