Məlumat

DNT metilasiyası və genom ölçüsü

DNT metilasiyası və genom ölçüsü


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Epigenetik vəziyyətlərə və genom ölçüsünə sabitlik səviyyəsi kimi DNT metilasiyası arasında hər hansı əlaqə varmı? Məsələn, epigenetik sabitlik üçün DNT metilasiyasına ehtiyac olmadığı iddia edilir Drosophila melanogaster və maya, hər iki genom məməli və ya bitki genomlarından çox kiçikdir. Ola bilərmi ki, genom o qədər böyükdür ki, əlavə işarələmə səviyyəsinə ehtiyac yarandıqda, digər epigenomik işarələrin üstündə müəyyən genomik bölgələri aktivləşdirmək/repressiya etmək üçün DNT metilasiyası lazımdır? Bu istiqamətdə hər hansı sübut varmı?


Epigenetik vəziyyətlərə və genom ölçüsünə sabitlik səviyyəsi kimi DNT metilasiyası arasında hər hansı əlaqə varmı?

Bəli deyərdim, çünki metilasiya fərqli hüceyrələrdə genləri sıradan çıxarmaq üçün istifadə olunur. Fərqlənmiş hüceyrələrdəki əlil genlər hüceyrə növü üçün normal davranışı qorumaq üçün ümumiyyətlə əlil qalmalıdırlar. Daha böyük genomlar adətən daha çox fərqli hüceyrə növlərini kodlayır.

Drosophila melanogaster və mayada epigenetik sabitlik üçün DNT metilasiyasının tələb olunmadığı, hər iki genomun məməli və ya bitki genomlarından çox kiçik olduğu iddia edilir.

Kitabıma görə (S377 molekulyar və hüceyrə biologiyası, kitab 2, p140) Drosphila metilasiyaya ehtiyac duymur, çünki onlar bunun əvəzinə davamlı xromatinin yenidən qurulması ilə transkripsiya tənzimləməsini həyata keçirirlər. Mayanın tək hüceyrəli olması bu növ nəzarətə daha az ehtiyac duyar.

Ola bilərmi ki, genom o qədər böyükdür ki, əlavə işarələmə səviyyəsinə ehtiyac yarandıqda, digər epigenomik işarələrin üstündə müəyyən genomik bölgələri aktivləşdirmək/repressiya etmək üçün DNT metilasiyası lazımdır?

Transkripsiya faktorlarının hidrogen bağlanmasını maneə törətdiyi üçün repressor kimi istifadə olunur və s. Onun aktivator kimi fəaliyyət göstərdiyini eşitməmişəm.

Metilasiya üçün başqa istifadələr də var, məsələn, yeni sintez edilmiş DNT hemimetilləşir - burada ana zəncir metilləşir, uşaq isə yox. Bundan DNT təmiri zamanı hansı ana zəncir olduğunu müəyyən etmək olar.


İnsan toxumalarının və hüceyrə növlərinin DNT metilasiyası yaşı

DNT metilasiya səviyyələrinin insan toxumalarının və hüceyrə növlərinin geniş spektrində yaşı dəqiq proqnozlaşdırmaq üçün istifadə oluna biləcəyi və ya nəticədə ortaya çıxan yaş proqnozunun bioloji cəhətdən mənalı ölçü olub-olmadığı hələ məlum deyil.

Nəticələr

Mən əksər toxumaların və hüceyrə növlərinin DNT metilasiya yaşını təxmin etməyə imkan verən çox toxumalı yaş proqnozlaşdırıcısı hazırladım. Sərbəst şəkildə əldə edilə bilən proqnozlaşdırıcı, 51 sağlam toxuma və hüceyrə növlərini əhatə edən 82 Illumina DNT metilasiya massivi verilənlər bazasından 8000 nümunədən istifadə edilməklə hazırlanmışdır. DNT metilasiya yaşının aşağıdakı xüsusiyyətlərə malik olduğunu aşkar etdim: birincisi, embrion və induksiya edilmiş pluripotent kök hüceyrələr üçün sıfıra yaxındır, ikinci hüceyrə keçid nömrəsi ilə əlaqələndirilir, yaş sürətlənməsinin yüksək irsi ölçüsünə səbəb olur və dördüncü, şimpanze toxumalarına şamil edilir. 32 məlumat dəstindən 6000 xərçəng nümunəsinin təhlili göstərdi ki, nəzərdən keçirilən 20 xərçəng növünün hamısı orta hesabla 36 il olmaqla əhəmiyyətli yaş sürətlənməsi nümayiş etdirir. Xərçəng toxumasının aşağı yaş sürətlənməsi çox sayda somatik mutasiya ilə əlaqələndirilir və TP53 mutasiyalar, steroid reseptorlarındakı mutasiyalar isə döş xərçəngində DNT metilasiya yaşını xeyli sürətləndirir. Nəhayət, birlikdə xromatin vəziyyətləri və toxuma dəyişkənliyi baxımından qocalma saatını təşkil edən 353 CpG saytlarını xarakterizə edirəm.

Nəticələr

Mən təklif edirəm ki, DNT metilasiya yaşı epigenetik baxım sisteminin məcmu təsirini ölçür. Bu yeni epigenetik saat inkişaf biologiyası, xərçəng və qocalma tədqiqatlarında bir sıra suallara cavab vermək üçün istifadə edilə bilər.


Divergent DNT metilasiyası çay bitkilərində təkrarlanan gen təkamülünə və soyuq reaksiyaya kömək edir.

Çay bitkisi (Camellia sinensis) termofilik bir məhsuldur və yüksək dərəcədə təkrarlanan və təkrar zəngin genomu ehtiva edir. DNT metilasiyasının çay bitkilərində təkrarlanan genlərin təkamülünü və soyuq stresi necə tənzimlədiyi hələ də aydın deyil. Buna görə də biz soyuq stres altında çay bitkilərinin tək əsaslı rezolyusiyaya malik DNT metilasyon xəritəsini yaratdıq. Digər bitkilərlə müqayisədə çay bitkisinin genomunun CG, CHG və CHH (burada H = A, T və ya C) daxil olmaqla, hər üç ardıcıl kontekstdə yüksək dərəcədə metilləşdiyini aşkar etdik ki, bunun təkrarlanması ilə əlaqəli olduğu sübut edilmişdir. məzmunu və genom ölçüsü. Biz göstəririk ki, gen bədənində DNT metilasiyası çay bitkilərinin gen ifadəsini mənfi tənzimləyir, cinah bölgəsində qeyri-CG metilasiyası isə gen ifadəsinin müsbət tənzimlənməsinə imkan verir. Nümayiş edirik ki, köçürülə bilən element vasitəçiliyi ilə metilləşmə dinamikası çay bitkilərində təkrarlanan genlərin ifadə fərqliliyini əhəmiyyətli dərəcədə idarə edir. Çay bitkisində təkrarlanan genlərin DNT metilasiyası və ifadə fərqliliyi təkamül yaşı və seçici təzyiqlə artır. Üstəlik, biz minlərlə differensial metilləşdirilmiş gen aşkar edirik, bəziləri funksional olaraq soyuqlama stressi ilə əlaqələndirilir. Biz həmçinin eksperimental olaraq çay bitkilərinin DNT metiltransferaza genlərinin əhəmiyyətli dərəcədə aşağı tənzimləndiyini aşkar edirik, halbuki demetilaz genlərinin soyuducu stressin ilkin mərhələsində yuxarı tənzimlənməsi baş verir ki, bu da üç tanınmış soyuğa cavab verən genin DNT metilasyonunun əhəmiyyətli itkisinə uyğundur. promotor və gen bədən bölgələri. Ümumilikdə, tapıntılarımız DNT metilasiyasının tənzimlənməsinin vacibliyini vurğulayır və çay bitkilərində təkrarlanan gen təkamülü və soyuqlama tolerantlığı haqqında yeni anlayışlar təklif edir.

Şəkil S1. Metilasiya səviyyəsi ilə genom ölçüsü/təkrarların nisbəti arasında korrelyasiya.

Şəkil S2. Aşağı, orta və yüksək metilləşdirilmiş genlərin ifadə səviyyələri.

Şəkil S3. Yuxarı bölgələrdə soyuq stres altında aşağı, orta və yüksək ifadəli genlərin metilasiya səviyyələri.

Şəkil S4. Gen-bədən bölgələrində soyuq stres altında aşağı, orta və yüksək ifadəli genlərin metilasiya səviyyələri.

Şəkil S5. Aşağı axın bölgələrində soyuq stres altında aşağı, orta və yüksək ifadəli genlərin metilasiya səviyyələri.

Şəkil S6. Yuxarı bölgələrdə soyuq stres altında aşağı, orta və yüksək metilləşdirilmiş genlərin ifadə səviyyələri.

Şəkil S7. Gen-bədən bölgələrində soyuq stres altında aşağı, orta və yüksək metilləşdirilmiş genlərin ifadə səviyyələri.

Şəkil S8. Aşağı axın bölgələrində soyuq stres altında aşağı, orta və yüksək metilləşdirilmiş genlərin ifadə səviyyələri.

Şəkil S9. Soyuqlama stresi altında ifadə edilmiş və ifadə olunmayan genlərin metilasiya səviyyələri.

Şəkil S10. Çay bitkisində saxlanılan və itirilmiş genlərin CHH metilasiya nümunələri.

Şəkil S11. CG, CHG və CHH kontekstlərində təkrarlanan genlərin ifadə divergensiyası və metilləşmə fərqliliyi arasında korrelyasiya.

Şəkil S12. Fərqli təkamül yaşları və seçmə təzyiqləri ilə təkrarlanan genlərin metilasiyası və ifadə fərqliliyi.

Şəkil S13. Tam genom dublikasiyası (mavi), tandem dublikasiyası (yaşıl), proksimal duplikasiya (qırmızı) və transpozisiya edilmiş dublikasiya (siyan) daxil olmaqla, dörd təkrarlanma hadisəsindən əldə edilən çay bitkilərinin dublikat genlərinin ifadə və metilləşmə səviyyələri.

Şəkil S14. Bir nüsxədə promotorlarda TE daxilolmalarının olduğu, digərində isə olmayan dublikat genlərin ifadə və metilasiya nümunələri.

Şəkil S15. Çay keyfiyyəti ilə əlaqəli dublikat genlərin ifadəsi və metilasiya nümunələri.

Şəkil S16. Soyuducu stress altında çay bitkilərinin diferensial metilləşdirilmiş bölgələri (DMR).

Şəkil S17. Soyuducu stress altında çay bitkilərinin differensial ifadə edilmiş genləri (DEG).

Şəkil S18. Soyuducu müalicə altında çay bitkilərində üç əsas soyuğa cavab verən genin ifadə səviyyələri.

Şəkil S19. Soyuducu stress altında çay bitkilərində soyuq reaksiya verən üç genin metilasiya nümunələri.

Şəkil S20. Çay bitkilərinin yeddi nümayəndəsi metilasiya ilə əlaqəli genlərin RT-qPCR ifadə nümunələri, o cümlədən CsDRM1/3, CsDCL2/3, CsRDR2, CsRDM1CsHEN1, soyuducu müalicə altında.

Cədvəl S1. Bütün genom bisulfit ardıcıllığının xülasəsi.

Cədvəl S2. Metilləşmə və ifadə səviyyələri arasında bütün müqayisələrin davamlılıq korreksiyası ilə Wilcoxon rank sum testi.

Cədvəl S3. Nəzarət və soyuducu müalicə nümunələri arasında müəyyən edilmiş diferensial şəkildə ifadə edilmiş genlər.

Cədvəl S4. Fərqli soyutma müalicəsi nümunə müqayisələri arasında müəyyən edilmiş diferensial metilləşdirilmiş genlər.

Cədvəl S5. DEG və DMR ilə əlaqəli genlər arasında paylaşılan genlərin GO annotasiyası.

Cədvəl S6. Çay bitkilərində DNT metilasiyası və demetilasiyası ilə əlaqəli genlər haqqında xülasə məlumat.

Cədvəl S7. Bu işdə istifadə olunan primer ardıcıllıqları.

Nəşriyyatçı müəlliflər tərəfindən verilən hər hansı dəstəkləyici məlumatın məzmununa və ya funksionallığına görə məsuliyyət daşımır. İstənilən sorğu (çatışmayan məzmundan başqa) məqalə üçün müvafiq müəllifə ünvanlanmalıdır.


Atipik DNT metilasiyası, sRNT ölçüsünün paylanması və qadın gametogenezi genomun sıxılması ilə əlaqələndirilir. Utricularia gibba

Bitkilərdə ən çox öyrənilmiş DNT metilasiya yolu intergenik bölgələrin genişlənməsinə nəzarət etmək üçün kodlaşdırılmayan-RNT-ləri əhatə edən qorunmuş mexanizm olan RNT İstiqamətli DNT Metilasiyasıdır (RdDM). Bununla belə, bitki genomunun ölçüsünün azalması ilə DNT metilasiyası arasındakı əlaqə haqqında çox az şey məlumdur.

Çünki ətyeyən bitkinin kompakt genom ölçüsü Utricularia gibba, biz bu bitkidə sitoloji, təkamül və genom miqyasında transkriptomik və metilasiya yanaşmalarının kombinasiyası vasitəsilə kodlaşdırılmayan RNT mənzərəsini və DNT metilasiyasını araşdırırıq.

Biz kodlaşdırmayan RNT-lərin qeyri-adi paylanması barədə məlumat veririk U. gibba uzun müddət oxunan DNT ardıcıllığına əsaslanan yeni bir strategiya ilə müəyyən edilən və bütün genom bisulfit analizi ilə təsdiqləndiyi kimi, qlobal genom metilasiyasının daha aşağı səviyyəsi ilə əlaqəli olan digər xarakterizə edilən angiospermlərlə müqayisədə. Üstəlik, RdDM yolunda iştirak edən genlərin funksional olaraq aktiv olmaya biləcəyi aşkar edildi U. gibba, o cümlədən kəsilmiş DICER-LIKE 3 (DCL3), 24 nt kiçik RNT-lərin istehsalında iştirak edir.

Tapıntılarımız göstərir ki, tam funksional RdDM yolunu qorumaq üçün seçici təzyiq kompakt genomlarda və qüsurlu genomlarda azaldıla bilər. DCL3 24 nt kiçik RNT nisbətinin azalması və inkişaf dəyişiklikləri ilə əlaqələndirilir. U. gibbaapomiksisin təkamülündə ilkin addımı təmsil edə bilər.


Müzakirə

Bu araşdırmada biz fərqli xərçəng növləri arasında metilasiya dəyişikliyi müqayisələrinin mövcud görünüşünü genişləndirməyə çalışdıq. MeDIP-seq və MRE-seq-dən əldə edilən DNT metilasiya məlumatlarından istifadə edərək, biz xərçəngdə metilasiya dəyişikliklərinin onların hüceyrə mənşəli tipinə və dəyişikliklərin fiziki və ya paylaşılma yollarına əsaslanaraq spesifik olma meylini hərtərəfli araşdıra bildik. funksional olaraq iki fərqli xərçəng növü arasında: GBM və EAC. Hər iki xərçəngdə minlərlə DMR müəyyən etdik, promotorlar və gücləndiricilər də daxil olmaqla tənzimləyici bölgələrdə yüksək dərəcədə zənginləşdirilmişdir.

Infinium 450k massiv platforması və daha yeni 850k massiv platforması metilasiyanın ölçülməsi üçün təcrübə standartı və bir çox TCGA tədqiqatları üçün seçim üsulu olmuşdur 2,5,62,63,64. Infinium 450K platforması ilə TCGA tərəfindən yaradılan xərçəng DNT metilasiyası məlumatlarından istifadə edərək DMR-lərimizi təsdiq edərkən, platformanın nisbətən aşağı əhatə dairəsi (52,55% və 46,55%, EAC və GBM DMR-ləri) səbəbindən DMR-lərimizin təxminən yarısının aşkarlana bilmədiyini gördük müvafiq olaraq) (Əlavə Cədvəl 2). Hətta daha yeni 850K platforması ilə müqayisə etsək də, DMR-lərimizin 41,85%-nin (EAC) və 38,13%-nin (GBM) buraxıldığını aşkar etdik (Əlavə Cədvəl 2). HypoDMR-lərdə çox vaxt zond (EAC üçün 75,87% (450k) və 62,44% (850k) və GBM üçün 81,55% (450k) və 67,00% (850k) yox idi, halbuki bütün hiperDMR-lərin yarıdan çoxunda zondlar (58,57%) olub. (450k) və 67,97% (850k) EAC üçün, 68,90% (450k) və 74,62% ​​(850k) GBM üçün. Metodumuzla profillənmiş, lakin Infinium 450K massivi tərəfindən qaçırılmış DMR-lərdəki CpG-lərin 41-49%-i Yol Xəritəsinin xromHMM 18 dövlət annotasiyalarına əsaslanaraq aktiv gücləndirici potensiala malik olaraq qeyd olunan regionlar daxilində yerləşir. Biz və başqaları göstərdiyimiz kimi gücləndirici bölgələrdə metilləşmə xərçəngdə mühüm rol oynaya bilər 25,26,65 , bu CpG dəstinin daxil edilməsi heç bir əhəmiyyət kəsb etmir. Infinium massivinin əhatə etdiyi, lakin bizim metodumuzun əhatə etdiyi, DNT metilasiyası anormalliklərinin xərçəngə təsirini başa düşmək üçün çox vacibdir.

MeDIP-seq və MRE-seq-in genom boyu metilasiya səviyyələrini sorğulamaq üçün birgə istifadəsi massiv əsaslı üsullarla müqayisədə bir çox üstünlüklərə malik olsa da, bu yanaşmanın məhdudiyyətsiz olmadığını qeyd etmək lazımdır. Məsələn, MeDIP-seq metilləşdirilmiş CpG ilə genomik bölgələr üçün zənginləşir, lakin tutulan müəyyən bir oxunuşda metilləşən dəqiq CpG məlum deyil. Bundan əlavə, MRE-seq bütün genomik CpG saytlarının yalnız kiçik bir hissəsini əhatə edən protokolda istifadə olunan fermentlər üçün məhdudlaşdırma sahələrini sorğulamaqla məhdudlaşır 66 . Baxmayaraq ki, bu üsullar hər bir CpG-də metilasiya statusunun kəmiyyət ölçülməsini təmin etməsə də, bütün genom bisulfit ardıcıllığından (WGBS) istifadə edilməklə yaradılır, bu üsullar birlikdə fərdi CpG-lərin metilasiya vəziyyətini hesablamaq üçün istifadə edilə bilən tamamlayıcı məlumatları təmin edir, WGBS nəticələrini yaxşı və dəyərin bir hissəsi ilə xülasə edən 41 .

İki xərçəng növü arasında təsadüfən gözləniləndən daha çox paylaşılan hiperDMR olduğunu aşkar etdikdən sonra bu bölgələrdə mümkün funksiyaları aydınlaşdırmağa çalışdıq. Gözlənildiyi kimi, TSG əsas təşviqatçılarının tez-tez hiperDMR-lər daxilində zənginləşdirildiyini gördük. Gücləndirici və/və ya promotor hipermetilasiyası olan TSG-lər üzərində ifadə dəyişikliklərinin tədqiqi, normallarla müqayisədə şişlər daxilində ümumi ifadə itkisini aşkar etdi, bu, müxtəlif xərçənglərin TSG tənzimləyici bölgələrinin metilasiya vəziyyətini birlikdə dəyişdirdiyini, ehtimal ki, onların xərçəngdə ifadə itkisinə kömək etdiyini göstərir.

GBM və EAC hiperDMR-ləri, həmçinin bir neçə bioloji proseslərin və yolların unikal zənginləşdirilməsini, həmçinin apoptoz kimi proseslərlə bağlı ortaq zənginləşdirməni nümayiş etdirən aktiv gücləndirici bölgələr üçün zənginləşdirilmişdir. Apoptozla əlaqəli 140 genin tədqiqi hər iki xərçəng növündə promotor metilasiyasının artdığını, ətrafdakı gücləndiricilərdə isə daha çox yığılmış metilasiya dəyişikliyini aşkar etdi. Bu nəticələr göstərir ki, gücləndiricilər və promotorlarda metilasiya yolu ilə apoptotik siqnal yolunda iştirak edən genlərin susdurulması xərçəng növləri arasında paylaşılan ümumi bir mexanizm ola bilər.

Xərçəngdə DNT metilasiya dəyişikliklərinin transkripsiya fəaliyyətini nə dərəcədə formalaşdırdığı aydın deyil. Dəyişmiş DNT metilasiyası və gen ifadəsi dəyişiklikləri ilə fenotipik təsir arasındakı əlaqəni daha yaxşı başa düşmək üçün biz həm EAC, həm də GBM ceDMR-lərində zənginləşdirilmiş TF-məcburi motivləri müəyyən etdik. EAC ce-hyperDMR-lərlə əlaqəli TF-lərin normal endometrium ilə müqayisədə xərçəngdə azalmış gen ifadəsi nümayiş etdirdiyini, EAC ce-hypoDMR-ləri ilə əlaqəli TF-lərin isə artan ifadə nümayiş etdirdiyini aşkar etdik. Eynilə, GBM-də, əhatə olunmuş motiv TF-lərinin artan ifadəsini müşayiət edən alternativ hüceyrə növlərində aktiv gücləndiricilərin işarələrini daşıyan bölgələrdə metilasiya itkisinin xüsusi hallarını müşahidə etdik. Bu nəticələr göstərir ki, dəyişdirilmiş TF bolluğu, ehtimal ki, bu xərçənglərdə tənzimləyici bölgələr üzərində diferensial metilasiya nümunələrinə səbəb ola bilər.

Zənginləşdirilmiş TF-əlaqələndirici motivlərin çoxluqlarını ehtiva edən EAC ce-hyperDMR dəstlərinin GO zənginləşdirmə təhlili, çox vaxt orijinal hüceyrə növü ilə əlaqəli GO terminləri üçün zənginləşdirilmişdir - ilk növbədə uşaqlıq yolu ilə əlaqəli xəstəlik terminləri. GBM ce-hyperDMR-lər beyinə xas xəstəlik terminlərinin oxşar zənginləşdirilməsini göstərməsələr də, onların çoxsaylı normal beyin və inkişaf etməkdə olan beyin toxumaları üzrə annotasiyalarının tədqiqi göstərdi ki, yüzlərlə daha çox GBM hiperDMR-ləri dölün beynində deyil, yetkin beyin toxumalarında gücləndiricilər kimi qeyd edilə bilər. . Bundan əlavə, yetkin beyin toxumalarında H3K4me1 və H3K27ac zirvələri inkişaf etməkdə olan beyin toxumalarında zirvələrlə müqayisədə GBM hiperDMR-lərində daha çox aşkar edilmişdir ki, bu da GBM-də metilasiya qazanan gücləndiricilərin beyin funksiyasını inkişaf etdirməkdən fərqli olaraq böyüklərin beyin funksiyasını saxlamaqda daha aktiv olduğunu göstərir. Bunun əksinə olaraq, zənginləşdirilmiş TF bağlayıcı motivləri olan ce-hypoDMR-lər ilk növbədə xərçənglə əlaqəli GO terminləri ilə əlaqələndirilirdi. Bu nəticələr “xərçəng hüceyrəsinin şəxsiyyət böhranı” fərziyyəsinə uyğundur 67: kanserogenez zamanı toxumaya xas TF-lərin susdurulmasına əlavə olaraq toxumaya xas gücləndiricilər metilləşə və susdurula bilər ki, bu da orijinal hüceyrə şəxsiyyətinin itirilməsinə səbəb olur. Hipometilləşdirilmiş xərçəng gücləndiriciləri və əlaqəli yuxarı tənzimlənmiş TF-lər həmçinin böyümə pro-böyümə, pro-miqrasiya yolları və digər hüceyrə növlərinə xas olan genləri aktivləşdirməklə kanserogenezə töhfə verə bilər və nəticədə tənzimlənməmiş hüceyrə taleyinə səbəb olur. Bu konsepsiya daha da gücləndirici və hədəf geni bağlayan proqnozlaşdırılan TF-nin artan ifadəsi ilə müşayiət olunan uzaq toxuma tipində aktiv olan gücləndiricilər üzərində GBM-də metilasiya itkisinin iki nümunəsi ilə təsvir edilmişdir (Şəkil 3d, e).

TE-lərin tənzimləyici elementləri ehtiva etdiyi və metilasiya massivinə əsaslanan tədqiqatlarda müntəzəm olaraq süzüldüyü göstərildiyi üçün biz hər iki xərçəng növündə müxtəlif TE alt ailələrində metilasiya vəziyyətini araşdırdıq. Həm EAC, həm də GBM hiper və hipoDMR ilə üst-üstə düşən TE-lərin böyük bir hissəsi, Roadmap-ın istinad insan epigenom annotasiyaları ilə müəyyən edildiyi kimi ya gücləndirici və/yaxud promotor potensialına malikdir. GBM və EAC-də fərqli xərçəngə xas metilasiya anomaliyaları aşkar edildi, ola bilsin ki, TE-lərin toxumaya spesifik gücləndirici rolları oynaya biləcəyi müşahidəsinə uyğun olaraq toxuma-spesifik fəaliyyətlə əlaqələndirilir 68. Bununla belə, retrotranspozon alt ailəsinin MER52A zənginləşməsi həm xərçəng tipli hipoDMR-lərdə, həm də bir neçə əlavə xərçəng növündə müşahidə edilmişdir ki, bu da bu alt ailənin kanserogenezdə potensial rolunu göstərir. Nəhayət, hipometilləşdirilmiş TE-lərin bir neçə nümunəsi, U87 hüceyrə xəttində (GBM) aktiv promotor histon nişanı H3K4me3 nümayiş etdirdi ki, bu da ortaq bir xərçəng mexanizminin TE-lərdə saxlanılan tənzimləyici elementlərin demetilasiyası yolu ilə gen tənzimləmə mənzərəsinin dəyişdirilməsini əhatə edə biləcəyini göstərir.


Nəticələr

Onilliklər ərzində aparılan işlərdən sonra DNT metilasiyası üzrə tədqiqatlar yeni mərhələyə qədəm qoyur. Bütöv genomların metilasiya modellərini təhlil etmək bacarığı bizə ilk dəfə olaraq bu modifikasiya haqqında ən əsas məlumat növünü - onun genom daxilində yerləşməsini əldə etməyə imkan verəcək. Bu, öz növbəsində, DNT metilasiyasının xromatin funksiyasına necə təsir etdiyini və onun inkişaf və xəstəlikdə oynadığı rolu aydınlaşdırmağa imkan verməlidir. DNT metilasiyasını təhlil etmək üçün hansı yanaşmanın ən yaxşı seçiminin seçilməsi son nəticədə insanın bioloji sualından, model orqanizmdən, büdcəsindən və müəyyən dərəcədə macəra həvəsindən asılıdır (bax. Şəkil 4, Cədvəl 1). Mikroarray texnologiyası əsasən mRNT səviyyələrini ölçmək üçün istifadə edilən ezoterik alətdən tezliklə Southern blotting və PCR kimi ümumi ola biləcək ümumi yanaşmaya keçid edir. Yüksək məhsuldarlıq ardıcıllığında maraqlı inkişaflar bunu bir neçə il ərzində mikroarrayları əvəz edərək növbəti seçim texnologiyasına çevirə bilər. Daha irəlidə, tək molekullu ardıcıllıq texnologiyaları gücləndirici artefaktlardan azad olan nümunənin kiçik miqdarlarının həssas təhlilini reallaşdırmağa söz verir. Genomikanın yüksək ixtisaslaşmış laboratoriyalar və konsorsiumlar əyalətindən molekulyar biologiyanın standart alətinə keçidi, DNT metilasiyası tədqiqatında olduğu kimi, genomik məlumatın istifadə olunduğu hər bir sahədə inqilabi dəyişiklikləri vəd edir.

DNT metilasiyasının geniş miqyaslı analizi üçün mövcud platformalara baxış


1 QISA HESABATLAR

Şiddətli kəskin tənəffüs sindromu coronavirus 2 (SARS-CoV-2) kimi RNT virusları ev sahibinin immun hüceyrə epigenomlarını oğurlamaq və immun müdafiədən yayınmaq üçün transkripsiya proqramlarını dəyişdirməklə immun disfunksiyaya səbəb ola bilir. 1 Epigenetika ev sahibi və patogen arasında bioloji dialoqu deşifrə edən və patogenlə əlaqəli xəstəliyin nəticələrini başa düşmək üçün host-patogen qarşılıqlı əlaqəni anlamaq üçün bir pəncərə təklif edir. 2-5 Artan dəlillər göstərir ki, SARS-CoV-2 infeksiyası zamanı ev sahibi immun sisteminin müxtəlif komponentləri kəskin şəkildə dəyişir və immun disregulyasiya dərəcəsi ağır COVID-19 xəstəliyi və ölümlə bağlıdır. 6 Bununla belə, ağır SARS-CoV-2 infeksiyası zamanı immun hüceyrələrin epigenetik mənzərəsi haqqında biliklərimiz məhdud olaraq qalır.

Əvvəlki iş DNT metilasyonunun (DNAm) ev sahibi hüceyrə epigenetik mənzərəsinin koronavirus infeksiyası zamanı 7 modulyasiya edən immun antigen təqdimatını dəyişdirdiyini göstərdi. 8 Qrip virusları və koronavirusların müqayisəli transkriptomik tədqiqi ev sahibinin antiviral IFN cavablarının koronavirus manipulyasiyasını aşkar etdi. 9 Qeyd etmək lazımdır ki, hədəf sahibi hüceyrələrin SARS-CoV-2 infeksiyası ilə bağlı ilkin transkripsiya tədqiqatları, antiviral IFN gen induksiyası və yüksək kemokin/sitokin gen ifadəsi nümunələri ilə xarakterizə olunan digər tənəffüs virusları ilə müqayisədə unikal transkripsiya imzası aşkar etdi. antiviral reaksiyalar. SARS-CoV-2 ilə yoluxmuş xəstələrin periferik qan mononükleer hüceyrələrinin 10 təkhüceyrəli RNT-Seq tədqiqatları IFN ilə stimullaşdırılan genlərə, antigen təqdimat genlərinə və proinflamatuar genlərə qarşı pozğunluqlardan ibarət ağır COVID-19-un fərqli periferik immun transkripsiya imzasını təklif edir. . 11, 12 Bununla belə, ağır COVID-19-da host immun hüceyrələrinin aberrant DNT nümunələrinin olub-olmadığı məlum deyil.

Bu araşdırmada biz 9 yoluxmamış nəzarət, 5 A və ya B qripi ilə xəstəxanaya yerləşdirilən 5 fərd, ilkin HİV olan 9 fərd ilə müqayisədə ağır COVID-19 xəstəsi olan 9 nəfərin periferik qan mononüvə hüceyrələrində Infinium MethylationEPIC massivi 13 istifadə edərək genom geniş DNT profillərini araşdırdıq. -1 infeksiya (müalicə sadəlövh orta CD4 sayı: 627 hüceyrə/mm3) və yüngül/orta dərəcədə COVID-19 və HİV-1 ilə yoluxmuş 9 fərd (simptomların başlanmasından ilk ziyarətə qədər antiretrovirus terapiyanın median günlərində: 34 gün orta CD4 sayı) : 544 hüceyrə/mm 3 ) (şək. 1A). Ağır COVID-19 iştirakçıları mexaniki ventilyasiya və ya əlavə oksigen alırdılar, damcı rəqəmsal PCR ilə aşkar edilə bilən plazma SARS-CoV-2 RNT və limfopeniya (0,1-1,1 limfosit/mcL) göstərdilər. Şiddətli COVID-19 iştirakçılarımızın klinik xüsusiyyətləri ağır COVID-19 ilə əlaqəli RNAemia 14 və limfopeniya 15 adlı qanda aşkar edilən SARS-CoV-2 RNT tapıntılarını dəstəkləyir. Ağır COVID-19 iştirakçılarında hidroksiklorokin, xlorokin, zitromisin, lopinavir/ritonavir, vankomisin, seftriakson və ya piperasilin/tazobaktam istifadəsi də daxil olmaqla müalicə tarixçələri olub.

Ağır COVID-19, 12, 16-18-də immun hüceyrə növlərinin tərkibində dramatik dəyişiklikləri bildirən toplanmış sübutlara əsaslanaraq, DNT məlumat dəstimizin ilkin təhlili hüceyrə tipinə spesifik diferensial metilasiyadan istifadə edən qruplar arasında təxmin edilən hüceyrə tipi nisbətlərindəki fərqləri araşdırdı. profillər. 16 Biz 7 priori immun hüceyrə alt tiplərinin (B-hüceyrələri, CD4+ T Hüceyrələri, CD8+ T hüceyrələri, NK hüceyrələri, monositlər, neytrofillər və eosinophillər) fraksiyalarını çıxarmaq üçün Nümunədaxili Heterojenliyin (EpiDISH) 19, 20 paketindən istifadə etdik. ) 3 metoda əsaslanır: Sağlam Qismən Korrelyasiya, 16 CIBERSORT, 21 və Məhdud proyeksiya 22 üsulları. Gözlənildiyi kimi, biz CD4-də əhəmiyyətli bir fərq müşahidə etdik.F(4, 36 = 28.47, P < 0,0001] və bütün 5 qrup üçün CD8 T hüceyrə faizi [F(4, 36 = 14.68, P < 0,0001]. Tukey testindən istifadə edən post-hoc müqayisələr həm yoluxdurulmamış idarələr, həm ilkin HİV nümunələri və həm də qriplə müqayisədə ağır COVID-19-da DNT-də CD4+ və CD8+ T hüceyrə faizlərində əhəmiyyətli itki olduğunu göstərdi.P < 0,05) (Şəkil 1B). HİV-də tapıntıları dəstəkləyərək, təxmin edilən CD4 T hüceyrə faizində əhəmiyyətli bir azalma müşahidə etdik (P = 0.0001) və CD8 T hüceyrə faizində artım (P = 0,006) ilkin HİV və HİV/COVID-19 koinfeksiyasında yoluxmamış nəzarətlərlə müqayisədə (Şəkil 1B). İlkin HİV və HİV/COVID-19 koinfeksiyası ilə müqayisədə ağır COVID-19 ilə əlaqəli NK hüceyrə nisbətində əhəmiyyətli azalma müşahidə etdik (P < 0,05). Ən təəccüblü DNT-nin təxmin edilən hüceyrə tipli tərkibi dəyişikliyi yoluxmamış nəzarət, ilkin HİV infeksiyası, xəstəxanaya yerləşdirilən qrip və HİV/COVID-19 koinfeksiyası ilə müqayisədə ağır COVID-19 iştirakçılarında müşahidə edilən neytrofillərin nisbətinin əhəmiyyətli dərəcədə artması olmuşdur.P < 0,0001 Şəkil 1B). Nisbi % inferensial neytrofilləri nisbi % inferensial lenfositlərə (CD4+, CD8+ T hüceyrələri və B hüceyrələri) bölmək yolu ilə DNT ilə nəticələnən neytrofil-limfosit nisbətini (NLR) hesabladıq. Ağır COVID-19 iştirakçıları yoluxmamış nəzarət, HİV infeksiyası, xəstəxanaya yerləşdirilən qrip və HİV/COVID-19 koinfeksiyası ilə müqayisədə NLR əhəmiyyətli dərəcədə artmışdır (P < 0,0001 Şəkil 1C), klinik laboratoriya testlərinə əsaslanan NLR nisbətinin infeksiyanın erkən mərhələlərində ağır COVID-19-u proqnozlaşdırdığını göstərən işi dəstəkləyən. 16 Bu tapıntılar həmçinin COVID-19-da hüceyrə trayektoriyasının neytrofil populyasiyasına doğru potensial yerdəyişməsini vurğulayan periferik qanın son təkhüceyrəli transkriptomik tədqiqatını dəstəkləyir. 23 və yarılmış COVID-19 xəstələrindən neytrofil ağciyər infiltrasiyası. 24 Şiddətli COVID-19 ilə əlaqəli periferik neytrofillərin bu böyük hissəsi daimi orqan zədələnməsi və potensial ölümlə nəticələnən bədən bölmələrində həddindən artıq neytrofil ekstraselüler tələlərin mənbəyi ola bilər. Bu fərziyyəni araşdırmaq üçün biz COVID-19 və 4 yoluxmamış nəzarəti olan 15 fərddən postmortem ağciyər toxumalarında DNT nümunələrini profilləşdirdik və yoluxmamış ilə müqayisədə COVID-19 postmortem ağciyərində DNAm-əsaslı hüceyrə tipli dekonvolyutsiya analizi ilə nəticələnən neytrofillərdə əhəmiyyətli artım müşahidə etdik. ağciyər toxumaları (Şəkil 1D).

Biz daha sonra yoluxmamış nəzarətlərlə müqayisə edərək ağır COVID-19 ilə əlaqəli genom miqyasında DNT-də dəyişiklikləri qiymətləndirdik və (Δ) şiddətli COVID-19 ilə əlaqəli 40,904 diferensial metilləşdirilmiş lokus müəyyən etdik.β-dəyər > |0,20| və düzəliş edilmiş FDR-də əhəmiyyətli P < 0,05). Qripə qarşı şiddətli COVID-19 ilə əlaqəli genom miqyasında DNT-nin müqayisəsi (Δ) nöqtəsində 26,733 diferensial metilasiya yeri müəyyən etdi.β-dəyər > |0,20| və düzəliş edilmiş FDR-də əhəmiyyətli P < 0,05) və limfopeniya və immunosupressiya ilə əlaqəli RNT virus infeksiyası, birincil HİV infeksiyası (Δ) nöqtəsində 51,728 differensial metilasiya yeri müəyyən etdi.β-dəyər > |0,20| və düzəliş edilmiş FDR-də əhəmiyyətli P < 0,05). Xüsusilə, ağır COVID-19 ilə əlaqəli differensial metilləşdirilmiş lokuslar arasında biz ağır COVID-19 (Şəkil 1E) ilə əlaqəli I tip IFN cavabında iştirak edən genlərin tənzimləyici bölgələrində əhəmiyyətli hipermetilasiya müşahidə etdik (Şəkil 1E) kimi birinci sıra antiviral müdafiə genləri. IFITM1ISG20 (Şəkil 1G və H) SARS-CoV-2 anlayışını dəstəkləyən ana IFN cavablarını boğur. 10 Biz həmçinin SARS-CoV-2 viral host reseptoru ilə əlaqəli ağır COVID-19 ilə əlaqəli DNT-nin anormal səviyyələrini müşahidə etdik. ACE2 tənzimləməsini təklif edən gen dəstəkləyən iş ACE2 SARS-CoV-2 infeksiyası zamanı. 25 Bunun əksinə olaraq, immun iltihabda iştirak edən genlərin tənzimləyici bölgələrində və ciddi COVID-19 (Şəkil 1F) ilə əlaqəli sitokin genlərində əhəmiyyətli hipometilasiya müşahidə etdik. NLRP3 iltihablı və antiviral MX1 genlər (Şəkil 1I və J). Antiviral gendə şiddətli COVID-19-da DNAm MX1 əhəmiyyətli dərəcədə plazma SARS-CoV-2 viral yükü və trombositlərin sayı ilə əlaqələndirilir (Şəkil 1K və L). Bu tapıntılar göstərir ki, immun hüceyrələrdəki DNT nümunələri SARS-CoV-2-nin müxtəlif gen ifadəsi tədqiqatları tərəfindən bildirilən iltihablı və IFN gen transkripsiya proqramlarının balanssız epigenetik orkestrasiyası ilə təmsil olunan ağır COVID-19-un imzasını təmin edə bilər. 10-12 Bu məlumatlar SARS-CoV-2-nin (1) IFN transkripsiya proqramlarının bağlanmasını çap etdirərək və (2) maneəsiz iltihablı sitokinlə təlim keçmiş immun cavabını daxil etməklə 2 vuruş dalğasında immun hüceyrə epigenomunu dəyişdirdiyi fərziyyəsini dəstəkləyir. ağır COVID-19-a.

Biz həmçinin hansı immun hüceyrə növlərinin ağır COVID-19 ilə əlaqəli metilasiya siqnalını idarə edə biləcəyini araşdırdıq. Biz eFORGE 2.0 alətindən 26 istifadə etdik ki, Roadmap Epigenomics layihəsində üst-üstə düşmənin histon işarələri ilə zənginləşməsinin aşkarlanması əsasında COVID-19 ilə əlaqəli ilk 1000 hipo və hipermetilləşdirilmiş differensial metillənmiş saytlar üçün hüceyrə tipinə xas siqnalı müəyyənləşdirdik. Ən yaxşı 1000 hipometilləşdirilmiş CpG-nin Roadmap Epigenomics layihəsindən 15 xromatin vəziyyəti modelindən istifadə edərək periferik qandan (E030) əsas neytrofillərin gücləndirici bölgələrində əhəmiyyətli dərəcədə zənginləşdirildiyini aşkar etdik.P = 7.11e−315, Q dəyər = 1.1e−310). Əksinə, biz aşkar etdik ki, adətən transkripsiyalı repressiya ilə əlaqəli ilk 1000 hipermetilləşdirilmiş CpG kordon qanından (E033) əsas T hüceyrələrinin transkripsiyanın başlanğıc bölgələrində əhəmiyyətli dərəcədə zənginləşib.P = 1.2e−285, Q dəyər = 1.85e−281), (E041) əsas T köməkçi hüceyrələri (P = 1.08e−264, Q dəyər = 8.34e−261) və (E044) əsas T tənzimləyici hüceyrələri (P = 8.48e−239, Q dəyər = 4.38e−235). Bu tapıntılar ağır COVID-19 üçün xəstəliyə uyğun hüceyrə növləri kimi neytrofillərin və T hüceyrələrinin disregulyasiyasını təsdiqləyir və ev sahibi genomunun hüceyrə tipinə xas tənzimləyici bölgələrində aberrant DNT-yə əsaslanan COVID-19-un epigenomik imzasını təklif edir.

Xronoloji yaşı və immun hüceyrə və toxumaların ömrünün proqnozlaşdırıcısını dəqiq qiymətləndirmək üçün epigenetik saatların işlənib hazırlanmasında genom geniş DNT məlumatları istifadə edilmişdir. 28-31 HİV kimi yoluxucu xəstəliklər epigenetik saatı sürətləndirir. Şiddətli COVID-19-da epigenetik yaşı öyrənmək üçün biz PhenoAge epigenetik saat 29-a uyğun olaraq Horvatın epigenetik yaş sürətlənməsi ölçüsünü araşdırdıq və GrimAge-ə görə DNT ilə bağlı ölüm riskini qiymətləndirdik. 30 Şiddətli COVID-19 olan fərdlərin yoluxmamış nəzarət və qriplə müqayisədə epigenetik yaş sürətinin əhəmiyyətli dərəcədə artdığı təxmin edilmişdir (P < 0,05 Şəkil 2A). Bundan əlavə, biz həmçinin yoluxmamış nəzarət, ilkin HİV və HİV/COVID-19 koinfeksiyası ilə müqayisədə ağır COVID-19-da ölüm riskində əhəmiyyətli artım müşahidə etdik (P < 0,05 Şəkil 2B). Maraqlıdır ki, yoluxmamış nəzarətlərlə müqayisədə ağır COVID-19-da DNT əsaslı telomer uzunluğunda əhəmiyyətli azalma müşahidə etmədik (P qiymət = 0,22 Şəkil 2C). Bununla belə, HİV-lə bağlı əvvəlki hesabatları təsdiqləyərək, HİV və yüngül/orta dərəcəli COVID-19-a yoluxmuş şəxslərin yoluxmamış nəzarət, qrip və ağır COVID-19 ilə müqayisədə təxmini əhəmiyyətli dərəcədə qısa telomer uzunluğuna malik olduğunu aşkar etdik.P < 0,05 Şəkil 2C). Biz həmçinin böyrək funksiyası biomarker sistatin C və fibroz marker TIMP metallopeptidaz inhibitor 1 (TIMP-1) daxil olmaqla ölüm üçün əvvəllər təsdiqlənmiş DNAm əsaslı biomarker təxminlərini çıxarmaq üçün DNAm məlumat dəstimizdən istifadə etdik. 30 Sistatin və TIMP biomarkerlərinin təxmin edilən səviyyələri yoluxmamış nəzarətlərlə müqayisədə ağır COVID-19-da əhəmiyyətli dərəcədə artmışdır (P < 0,05) və qrip (P < 0,05) (Şəkil 2D və E). Bundan əlavə, sistatin və TIMP-1 əsas HİV ilə müqayisədə HİV və yüngül/orta dərəcədə COVID-19 ilə birgə yoluxmuş şəxslərdə əhəmiyyətli dərəcədə artmışdır.P < 0,05). Overall, these findings suggest severe COVID-19 is detrimental to host immune cell epigenomes and perturb the epigenetic clock.

Altogether, this epigenetic DNAm profiling study provides the first evidence for a distinct methylome signature in peripheral blood obtained from severe COVID-19 participants characterized by dramatic cell-type composition changes, hypomethylation of inflammatory genes, hypermethylation of IFN-related genes, and perturbations to the epigenetic clock and epigenetic inferred mortality risk. Our findings support the notion that SARS-CoV-2 dramatically reshapes peripheral blood and lung tissue host immune cell landscapes and may hijack the host epigenome by modifying cellular DNAm states. This may occur through viral RNA shed from dying cells in tissues and circulating viral protein components such as the ORF3a, 34 ORF6, 35 spike, membrane, and nucleocapsid 36 that have been shown to hamper the host immune response. SARS-CoV-2 likely alters other epigenetic mechanisms such as histone modifications and noncoding RNA in a cell-type and context-dependent fashion. Future research will need to need to replicate these findings in additional COVID-19 cohorts, examine whether DNAm differences are apparent in mild/moderate cases of COVID-19 that progress to severe disease, and whether an indelible epigenetic imprint of COVID-19 persist after recovery in convalescent patients.


Change history

Monk, M., Boubelik, M. & Lehnert, S. Temporal and regional changes in DNA methylation in the embryonic, extraembryonic and germ cell lineages during mouse embryo development. İnkişaf 99, 371–382 (1987).

Kafri, T. et al. Developmental pattern of gene-specific DNA methylation in the mouse embryo and germline. Genes Dev. 6, 705–714 (1992).

Smith, Z.D. və b. A unique regulatory phase of DNA methylation in the early mammalian embryo. Təbiət 484, 339–344 (2012).This is a characterization of the dynamic changes in DNA methylation during gametogenesis and early embryogenesis.

Mayer, W., Niveleau, A., Walter, J., Fundele, R. & Haaf, T. Demethylation of the zygotic paternal genome. Təbiət 403, 501–502 (2000).

Oswald, J. et al. Active demethylation of the paternal genome in the mouse zygote. Curr. Biol. 10, 475–478 (2000).

Inoue, A. & Zhang, Y. Replication-dependent loss of 5-hydroxymethylcytosine in mouse preimplantation embryos. Elm 334, 194 (2011).

Cedar, H. & Bergman, Y. Linking DNA methylation and histone modification: patterns and paradigms. Nat. Rev Genet. 10, 295–304 (2009).

Sanford, J.P., Clark, H.J., Chapman, V.M. & Rossant, J. Differences in DNA methylation during oogenesis and spermatogenesis and their persistence during early embryogenesis in the mouse. Genes Dev. 1, 1039–1046 (1987).

Bourc'his, D., Xu, G.L., Lin, C.S., Bollman, B. & Bestor, T.H. Dnmt3L and the establishment of maternal genomic imprints. Elm 294, 2536–2539 (2001).

Brandeis, M. et al. The ontogeny of allele-specific methylation associated with imprinted genes in the mouse. EMBO J. 12, 3669–3677 (1993).

Li, X. et al. A maternal-zygotic effect gene, Zfp57, maintains both maternal and paternal imprints. Dev. Hüceyrə 15, 547–557 (2008).

Mackay, D.J. və b. Hypomethylation of multiple imprinted loci in individuals with transient neonatal diabetes is associated with mutations in ZFP57. Nat. Genet. 40, 949–951 (2008).

Wossidlo, M. et al. 5-Hydroxymethylcytosine in the mammalian zygote is linked with epigenetic reprogramming. Nat. Kommun. 2, 241 (2011).

Nakamura, T. et al. PGC7/Stella protects against DNA demethylation in early embryogenesis. Nat. Hüceyrə Biol. 9, 64–71 (2007).

Nakamura, T. et al. PGC7 binds histone H3K9me2 to protect against conversion of 5mC to 5hmC in early embryos. Təbiət 486, 415–419 (2012).

Farthing, C.R. et al. Global mapping of DNA methylation in mouse promoters reveals epigenetic reprogramming of pluripotency genes. PLoS Genet. 4, e1000116 (2008).

Ng, R.K. və b. Epigenetic restriction of embryonic cell lineage fate by methylation of Elf5. Nat. Hüceyrə Biol. 10, 1280–1290 (2008). This report suggests that demethylation of Elf5 in the early embryo licenses extraembryonic differentiation.

Koh, K.P. və b. Tet1 and Tet2 regulate 5-hydroxymethylcytosine production and cell lineage specification in mouse embryonic stem cells. Hüceyrə Kök Hüceyrə 8, 200–213 (2011).

Maegawa, S. et al. Widespread and tissue specific age-related DNA methylation changes in mice. Genome Res. 20, 332–340 (2010).

Kaminen-Ahola, N. et al. Maternal ethanol consumption alters the epigenotype and the phenotype of offspring in a mouse model. PLoS Genet. 6, e1000811 (2010).

Daxinger, L. & Whitelaw, E. Transgenerational epigenetic inheritance: more questions than answers. Genome Res. 20, 1623–1628 (2010).

Okano, M., Bell, D.W., Haber, D.A. & Li, E. DNA methyltransferases Dnmt3a and Dnmt3b are essential for de novo methylation and mammalian development. Hüceyrə 99, 247–257 (1999).

Brandeis, M. et al. Sp1 elements protect a CpG island from de novo methylation. Təbiət 371, 435–438 (1994).

Straussman, R. et al. Developmental programming of CpG island methylation profiles in the human genome. Nat. Struct. Mol. Biol. 16, 564–571 (2009). This work shows that protection of CpG islands from de novo methylation is determined by sequence information.

Laurent, L. et al. Dynamic changes in the human methylome during differentiation. Genome Res. 20, 320–331 (2010).

De Carvalho, D.D. və b. DNA methylation screening identifies driver epigenetic events of cancer cell survival. Cancer Cell 21, 655–667 (2012).

Cedar, H. & Bergman, Y. Programming of DNA methylation patterns. Annu. Rev. Biochem. 81, 97–117 (2012).

Lienert, F. et al. Identification of genetic elements that autonomously determine DNA methylation states. Nat. Genet. 43, 1091–1097 (2011).

Macleod, D., Charlton, J., Mullins, J. & Bird, A.P. Sp1 sites in the mouse Aprt gene promoter are required to prevent methylation of the CpG island. Genes Dev. 8, 2282–2292 (1994).

Siegfried, Z. et al. DNA methylation represses transcription in vivo. Nat. Genet. 22, 203–206 (1999).

Goren, A. et al. Fine tuning of globin gene expression by DNA methylation. PLoS BİR 1, e46 (2006).

Weber, M. et al. Distribution, silencing potential and evolutionary impact of promoter DNA methylation in the human genome. Nat. Genet. 39, 457–466 (2007).

Meissner, A. et al. Genome-scale DNA methylation maps of pluripotent and differentiated cells. Təbiət 454, 766–770 (2008).

Ooi, S.K. və b. DNMT3L connects unmethylated lysine 4 of histone H3 to de novo methylation of DNA. Təbiət 448, 714–717 (2007).

Otani, J. et al. Structural basis for recognition of H3K4 methylation status by the DNA methyltransferase 3A ATRX-DNMT3-DNMT3L domain. EMBO Rep. 10, 1235–1241 (2009).

Clouaire, T. et al. Cfp1 integrates both CpG content and gene activity for accurate H3K4me3 deposition in embryonic stem cells. Genes Dev. 26, 1714–1728 (2012).

Pollack, Y., Stein, R., Razin, A. & Cedar, H. Methylation of foreign DNA sequences in eukaryotic cells. Proc. Natl. akad. Sci. ABŞ 77, 6463–6467 (1980).

Yisraeli, J. et al. Muscle-specific activation of a methylated chimeric actin gene. Hüceyrə 46, 409–416 (1986).

Li, E., Bestor, T.H. & Jaenisch, R. Targeted mutation of the DNA methyltransferase gene results in embryonic lethality. Hüceyrə 69, 915–926 (1992).

Leonhardt, H., Page, A.W., Weier, H.U. & Bestor, T.H. A targeting sequence directs DNA methyltransferase to sites of DNA replication in mammalian nuclei. Hüceyrə 71, 865–873 (1992).

Gruenbaum, Y., Cedar, H. & Razin, A. Substrate and sequence specificity of a eukaryotic DNA methylase. Təbiət 295, 620–622 (1982).

Bostick, M. et al. UHRF1 plays a role in maintaining DNA methylation in mammalian cells. Elm 317, 1760–1764 (2007).

Sharif, J. et al. The SRA protein Np95 mediates epigenetic inheritance by recruiting Dnmt1 to methylated DNA. Təbiət 450, 908–912 (2007).

Sharif, J. & Koseki, H. Recruitment of Dnmt1 roles of the SRA protein Np95 (Uhrf1) and other factors. Prog. Mol. Biol. Transl. Sci. 101, 289–310 (2011).

Achour, M. et al. The interaction of the SRA domain of ICBP90 with a novel domain of DNMT1 is involved in the regulation of VEGF gene expression. Onkogen 27, 2187–2197 (2008).

David, L. et al. A high-resolution map of transcription in the yeast genome. Proc. Natl. akad. Sci. ABŞ 103, 5320–5325 (2006).

Petruk, S. et al. TrxG and PcG proteins but not methylated histones remain associated with DNA through replication. Hüceyrə 150, 922–933 (2012).

Ben-Shushan, E., Pikarsky, E., Klar, A. & Bergman, Y. Extinction of Oct-3/4 gene expression in embryonal carcinoma x fibroblast somatic cell hybrids is accompanied by changes in the methylation status, chromatin structure, and transcriptional activity of the Oct-3/4 upstream region. Mol. Hüceyrə. Biol. 13, 891–901 (1993).

Gidekel, S. & Bergman, Y. A unique developmental pattern of Oct-3/4 DNA methylation is controlled by a cis-demodification element. J. Biol. Kimya. 277, 34521–34530 (2002).

Feldman, N. et al. G9a-mediated irreversible epigenetic inactivation of Oct-3/4 during early embryogenesis. Nat. Hüceyrə Biol. 8, 188–194 (2006). This work demonstrates that de novo methylation is a late event in the inactivation of pluripotency genes but provides stability over time.

Epsztejn-Litman, S. et al. De novo DNA methylation promoted by G9a prevents reprogramming of embryonically silenced genes. Nat. Struct. Mol. Biol. 15, 1176–1183 (2008).

Keohane, A.M., Lavender, J.S., O'Neill, L.P. & Turner, B.M. Histone acetylation and X inactivation. Dev. Genet. 22, 65–73 (1998).

Plath, K. et al. Role of histone H3 lysine 27 methylation in X inactivation. Elm 300, 131–135 (2003).

Silva, J. et al. Establishment of histone H3 methylation on the inactive X chromosome requires transient recruitment of Eed-Enx1 polycomb group complexes. Dev. Hüceyrə 4, 481–495 (2003).

Lock, L.F., Takagi, N. & Martin, G.R. Methylation of the HPRT gene on the inactive X occurs after chromosome inactivation. Hüceyrə 48, 39–46 (1987).

Gendrel, A.V. və b. Smchd1-dependent and -independent pathways determine developmental dynamics of CpG island methylation on the inactive x chromosome. Dev. Hüceyrə 23, 265–279 (2012).

Kaslow, D.C. & Migeon, B.R. DNA methylation stabilizes X chromosome inactivation in eutherians but not in marsupials: evidence for multistep maintenance of mammalian X dosage compensation. Proc. Natl. akad. Sci. ABŞ 84, 6210–6214 (1987).

Wareham, K.A., Lyon, M.F., Glenister, P.H. & Williams, E.D. Age related reactivation of an X-linked gene. Təbiət 327, 725–727 (1987).

Lande-Diner, L. et al. Role of DNA methylation in stable gene repression. J. Biol. Kimya. 282, 12194–12200 (2007).

Liang, G. et al. Cooperativity between DNA methyltransferases in the maintenance methylation of repetitive elements. Mol. Hüceyrə. Biol. 22, 480–491 (2002).

Jones, P.A. & Liang, G. Rethinking how DNA methylation patterns are maintained. Nat. Rev Genet. 10, 805–811 (2009).

Illingworth, R. et al. A novel CpG island set identifies tissue-specific methylation at developmental gene loci. PLoS Biol. 6, e22 (2008).

Vire, E. et al. The Polycomb group protein EZH2 directly controls DNA methylation. Təbiət 439, 871–874 (2006).

O'Hagan, H.M. və b. Oxidative damage targets complexes containing DNA methyltransferases, SIRT1, and polycomb members to promoter CpG Islands. Cancer Cell 20, 606–619 (2011).

Thillainadesan, G. et al. TGF-beta-dependent active demethylation and expression of the p15ink4b tumor suppressor are impaired by the ZNF217/CoREST complex. Mol. Hüceyrə 46, 636–649 (2012).

Yisraeli, J. & Szyf, M. Gene methylation patterns and expression. in DNA methylation: Biochemistry and Biological Significance (eds. Razin, A., Cedar, H. & Riggs, A.D.) 352–370 (Springer-Verlag, New York, 1984).

Paroush, Z., Keshet, I., Yisraeli, J. & Cedar, H. Dynamics of demethylation and activation of the α actin gene in myoblasts. Hüceyrə 63, 1229–1237 (1990).

Lichtenstein, M., Keini, G., Cedar, H. & Bergman, Y. B-cell specific demethylation: a novel role for the intronic κ-chain enhancer sequence. Hüceyrə 76, 913–923 (1994).

Zhang, L.P., Stroud, J., Eddy, C.A., Walter, C.A. & McCarrey, J.R. Multiple elements influence transcriptional regulation from the human testis-specific PGK2 promoter in transgenic mice. Biol. Reprod. 60, 1329–1337 (1999).

Kirillov, A. et al. A role for nuclear NF-κB in B-cell-specific demethylation of the Igκ yer. Nat. Genet. 13, 435–441 (1996).

Goldmit, M. et al. Epigenetic ontogeny of the kappa locus during B cell development. Nat. İmmunol. 6, 198–203 (2005).

Stadler, M.B. və b. DNA-binding factors shape the mouse methylome at distal regulatory regions. Təbiət 480, 490–495 (2011). The work shows that partially methylated regions are regulated by trans -acting factors, many of which may be enhancers.

ENCODE Project Consortium. və b. An integrated encyclopedia of DNA elements in the human genome. Təbiət 489, 57–74 (2012).

Sullivan, C.H. & Grainger, R.M. δ-Crystallin genes become hypomethylated in postmitotic lens cells during chicken development. Proc. Natl. akad. Sci. ABŞ 84, 329–333 (1987).

Bhattacharya, S.K., Ramchandani, S., Cervoni, N. & Szyf, M. A mammalian protein with specific demethylase activity for mCpG DNA. Təbiət 397, 579–583 (1999).

Ng, H.H. et al. MBD2 is a transcriptional repressor belonging to the MeCP1 histone deacetylase complex. Nat. Genet. 23, 58–61 (1999).

Jost, J.P. Nuclear extracts of chicken embryos promote an active demethylation of DNA by excision repair of 5-methyldeoxycytidine. Proc. Natl. akad. Sci. ABŞ 90, 4684–4688 (1993).

Weiss, A., Keshet, I., Razin, A. & Cedar, H. DNA demethylation in vitro: involvement of RNA. Hüceyrə 86, 709–718 (1996).

Razin, A. et al. Replacement or 5-methylcytosine by cytosine: a possible mechanism for transient DNA demethylation during differentiation. Proc. Natl. akad. Sci. ABŞ 83, 2827–2831 (1986).

Wu, H. et al. Dual functions of Tet1 in transcriptional regulation in mouse embryonic stem cells. Təbiət 473, 389–393 (2011).

Iqbal, K., Jin, S.G., Pfeifer, G.P. & Szabo, P.E. Reprogramming of the paternal genome upon fertilization involves genome-wide oxidation of 5-methylcytosine. Proc. Natl. akad. Sci. ABŞ 108, 3642–3647 (2011).

Gu, T.P. və b. The role of Tet3 DNA dioxygenase in epigenetic reprogramming by oocytes. Təbiət 477, 606–610 (2011).

Wu, H. & Zhang, Y. Mechanisms and functions of Tet protein-mediated 5-methylcytosine oxidation. Genes Dev. 25, 2436–2452 (2011).

He, Y.F. və b. Tet-mediated formation of 5-carboxylcytosine and its excision by TDG in mammalian DNA. Elm 333, 1303–1307 (2011). This work shows that 5mC can be oxidized by Tet to form products that are then repaired by glycosylases, thereby bringing about demethylation.

Valinluck, V. & Sowers, L.C. Endogenous cytosine damage products alter the site selectivity of human DNA maintenance methyltransferase DNMT1. Cancer Res. 67, 946–950 (2007).

Hashimoto, H. et al. Recognition and potential mechanisms for replication and erasure of cytosine hydroxymethylation. Nuklein turşuları Res. 40, 4841–4849 (2012).

Popp, C. et al. Genome-wide erasure of DNA methylation in mouse primordial germ cells is affected by AID deficiency. Təbiət 463, 1101–1105 (2010).

Guo, J.U., Su, Y., Zhong, C., Ming, G.L. & Song, H. Hydroxylation of 5-Methylcytosine by TET1 Promotes Active DNA Demethylation in the Adult Brain. Hüceyrə 145, 423–434 (2011). This work shows that TET1 mediates specific demethylation in the brain.

Fritz, E.L. & Papavasiliou, F.N. Cytidine deaminases: AIDing DNA demethylation? Genes Dev. 24, 2107–2114 (2010).

Rusmintratip, V. & Sowers, L.C. An unexpectedly high excision capacity for mispaired 5-hydroxymethyluracil in human cell extracts. Proc. Natl. akad. Sci. ABŞ 97, 14183–14187 (2000).

Nabel, C.S. et al. AID/APOBEC deaminases disfavor modified cytosines implicated in DNA demethylation. Nat. Kimya. Biol. 8, 751–758 (2012).

Cedar, H. & Bergman, Y. Developmental regulation of immune system gene rearrangement. Curr. Rəy. İmmunol. 11, 64–69 (1999).

Engler, P. & Storb, U. Hypomethylation is necessary but not sufficient for V(D)J recombination within a transgenic substrate. Mol. İmmunol. 36, 1169–1173 (1999).

Wilks, A., Seldran, M. & Jost, J.P. An estrogen-dependent demethylation of the 5′ end of the chicken vitellogenin gene is independent of DNA synthesis. Nuklein turşuları Res. 12, 1163–1177 (1984).

Benvenisty, N., Mencher, D., Meyuchas, O., Razin, A. & Reshef, L. Sequential changes in DNA methylation patterns of the rat phosphoenolpyruvate carboxykinase gene during development. Proc. Natl. akad. Sci. ABŞ 82, 267–271 (1985).

Shemer, R. et al. Methylation changes in the apo AI gene during embryonic development of the mouse. Proc. Natl. akad. Sci. ABŞ 88, 10300–10304 (1991).

Kunnath, L. & Locker, J. Developmental changes in the methylation of the rat albumin and alpha-fetoprotein genes. EMBO J. 2, 317–324 (1983).

Busslinger, M., Hurst, J. & Flavell, R.A. DNA methylation and the regulation of the globin gene expression. Hüceyrə 34, 197–206 (1983).

Siegfried, Z. & Cedar, H. DNA methylation: a molecular lock. Curr. Biol. 7, R305–R307 (1997).

Qian, W. et al. A histone acetyltransferase regulates active DNA demethylation in Ərəbidopsis. Elm 336, 1445–1448 (2012).

Jones, P.A. & Baylin, S.B. The fundamental role of epigenetic events in cancer. Nat. Rev Genet. 3, 415–428 (2002).

Jones, P.A. & Baylin, S.B. The epigenomics of cancer. Hüceyrə 128, 683–692 (2007).

Baylin, S. & Bestor, T.H. Altered methylation patterns in cancer cell genomes: cause or consequence? Cancer Cell 1, 299–305 (2002).

Gal-Yam, E.N. və b. Frequent switching of Polycomb repressive marks and DNA hypermethylation in the PC3 prostate cancer cell line. Proc. Natl. akad. Sci. ABŞ 105, 12979–12984 (2008).

Keshet, I. et al. Evidence for an instructive mechanism of de novo methylation in cancer cells. Nat. Genet. 38, 149–153 (2006). This work shows that de novo methylation of CpG islands in cancer occurs at fixed sites in the genome.

Zardo, G. et al. Integrated genomic and epigenomic analyses pinpoint biallelic gene inactivation in tumors. Nat. Genet. 32, 453–458 (2002).

Ohm, J.E. et al. A stem cell-like chromatin pattern may predispose tumor suppressor genes to DNA hypermethylation and heritable silencing. Nat. Genet. 39, 237–242 (2007).

Schlesinger, Y. et al. Polycomb mediated histone H3(K27) methylation pre-marks genes for de novo methylation in cancer. Nat. Genet. 39, 232–236 (2007).

Widschwendter, M. et al. Epigenetic stem cell signature in cancer. Nat. Genet. 39, 157–158 (2007).

Rakyan, V.K. və b. Human aging-associated DNA hypermethylation occurs preferentially at bivalent chromatin domains. Genome Res. 20, 434–439 (2010).

Teschendorff, A.E. et al. Age-dependent DNA methylation of genes that are suppressed in stem cells is a hallmark of cancer. Genome Res. 20, 440–446 (2010).

An, B. et al. Characteristic methylation profile in CpG island methylator phenotype-negative distal colorectal cancers. Int. J. Cancer 127, 2095–2105 (2010).

Belshaw, N.J. et al. Patterns of DNA methylation in individual colonic crypts reveal aging and cancer-related field defects in the morphologically normal mucosa. Carcinogenesis 31, 1158–1163 (2010).

Sasaki, M. et al. IDH1(R132H) mutation increases murine haematopoietic progenitors and alters epigenetics. Təbiət 488, 656–659 (2012).

You, J.S. & Jones, P.A. Cancer genetics and epigenetics: two sides of the same coin? Cancer Cell 22, 9–20 (2012).

Feinberg, A.P. & Vogelstein, B. Hypomethylation distinguishes genes of some human cancers from their normal counterparts. Təbiət 301, 89–92 (1983).

Berman, B.P. və b. Regions of focal DNA hypermethylation and long-range hypomethylation in colorectal cancer coincide with nuclear lamina-associated domains. Nat. Genet. 44, 40–46 (2012). This work demonstrates that demethylation in cancer occurs at lamin-associated domains.

Hon, G.C. və b. Global DNA hypomethylation coupled to repressive chromatin domain formation and gene silencing in breast cancer. Genome Res. 22, 246–258 (2012).

Laird, P.W. və b. Suppression of intestinal neoplasia by DNA hypomethylation. Hüceyrə 81, 197–205 (1995). This work shows that treatment with inhibitors of DNA methylation from birth 'prevents' the formation of intestinal tumors in genetically predisposed mice.

McCabe, M.T. və b. Inhibition of DNA methyltransferase activity prevents tumorigenesis in a mouse model of prostate cancer. Cancer Res. 66, 385–392 (2006).

Bender, C.M., Pao, M.M. & Jones, P.A. Inhibition of DNA methylation by 5-aza-2'-deoxycytidine suppresses the growth of human tumor cell lines. Cancer Res. 58, 95–101 (1998).

Tsai, H.C. və b. Transient low doses of DNA-demethylating agents exert durable antitumor effects on hematological and epithelial tumor cells. Cancer Cell 21, 430–446 (2012). This report shows that demethylation agents inhibit tumors at low doses.

Belinsky, S.A. et al. Inhibition of DNA methylation and histone deacetylation prevents murine lung cancer. Cancer Res. 63, 7089–7093 (2003).

Chen, M. et al. DNA methyltransferase inhibitor, zebularine, delays tumor growth and induces apoptosis in a genetically engineered mouse model of breast cancer. Mol. Cancer Ther. 11, 370–382 (2012).

Gaudet, F. et al. Induction of tumors in mice by genomic hypomethylation. Elm 300, 489–492 (2003).

Yamada, Y. et al. Opposing effects of DNA hypomethylation on intestinal and liver carcinogenesis. Proc. Natl. akad. Sci. ABŞ 102, 13580–13585 (2005).

Thomson, J.P. et al. CpG islands influence chromatin structure via the CpG-binding protein Cfp1. Təbiət 464, 1082–1086 (2010).


Genome-wide DNA methylation profiling

DNA methylation plays a critical role in the regulation of gene expression. The ability to access the methylation status for a large number of genes or the entire genome should greatly facilitate the understanding of the nature of gene regulation in cells, and epigenetic mechanism of interactions between cells and environment. Microarray and sequencing-based DNA methylation profiling technologies have been developed to meet this goal. These methods can be categorized into three main classes based on how the methylation status is interrogated: discrimination of bisulfite induced C to T transition cleavage of genomic DNA by methylation-sensitive restriction enzymes and immunoprecipitation with methyl-binding protein or antibodies against methylated cytosines. With the development of next-generation sequencing technologies, genome-wide bisulfite sequencing has become a reality. Either whole- or reduced-genome approaches have been used to get the most comprehensive DNA methylation profiles in organisms of various genome sizes. Copyright © 2009 John Wiley & Sons, Inc.


Genome-wide DNA methylation profiling

DNA methylation plays a critical role in the regulation of gene expression. The ability to access the methylation status for a large number of genes or the entire genome should greatly facilitate the understanding of the nature of gene regulation in cells, and epigenetic mechanism of interactions between cells and environment. Microarray and sequencing-based DNA methylation profiling technologies have been developed to meet this goal. These methods can be categorized into three main classes based on how the methylation status is interrogated: discrimination of bisulfite induced C to T transition cleavage of genomic DNA by methylation-sensitive restriction enzymes and immunoprecipitation with methyl-binding protein or antibodies against methylated cytosines. With the development of next-generation sequencing technologies, genome-wide bisulfite sequencing has become a reality. Either whole- or reduced-genome approaches have been used to get the most comprehensive DNA methylation profiles in organisms of various genome sizes. Copyright © 2009 John Wiley & Sons, Inc.


Videoya baxın: SHOCKED BY OUR DNA RESULTS! MyHeritage DNA Kit (Iyul 2022).


Şərhlər:

  1. Gavan

    Düşünürəm ki, haqlı deyilsən. Bunu müzakirə etməyi təklif edirəm. PM-də mənə yaz.

  2. Macdonald

    This message is incomparable))), I really like it :)

  3. Jess

    Strateji cəhətdən vacib saytımızda, baxımsız işğalçıların yaşayış sahələri üçün tikinti planları tapa bilərsiniz. Qanunsuzluq burada və indi yaranır!

  4. Banris

    something does not work out like this

  5. Adny

    islatmısan))))



Mesaj yazmaq