Məlumat

95 °C-də dNTP-lərin yarı ömrü nə qədərdir?

95 °C-də dNTP-lərin yarı ömrü nə qədərdir?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Mən 95 °C-də (və ya oxşar) bütövlükdə və ya fərdi əsaslara bölünmüş dNTP-lərin yarı ömrünü axtarıram. Əgər belə bir titrasiya varsa, əla olardı. Lazım gələrsə, mən daha ətraflı məlumat verə bilərəm, lakin geniş mənada bu fikir “polimerləşə bilən” və “bacarmayan” kimi olardı.


dNTP-lərin sabitliyini axtarmaq əvəzinə, onların tərkib hissələrinin sabitliyini nəzərə alın.

Xəbərdarlıq: nukleobaz, şəkər və fosfat parçaları arasındakı kovalent bağların hər birinin öz nisbi sabitliyinə malik olduğunu nəzərə alsaq, dNTP-lərin müxtəlif hissələri arasındakı əlaqələrə məhəl qoymamaq çox güman ki, bütöv molekulun sabitliyini yanlış təqdim edir.


Purinlərin və pirimidinlərin hidrolizi

In RNT əsaslarının sabitliyi: həyatın mənşəyi üçün təsirlər,1 50 mM fosfat tamponunda pH 7-də ən çox yayılmış nukleobazların (A,T,C,G,U) parçalanma sürətini göstərən Arrhenius planı var. ThermoFisher-ə görə, PCR tamponunun pH-ı 8 ilə 9.5 arasındadır, baxmayaraq ki, yuxarıda qeyd olunan məqalənin müəllifləri purinlərin (A, G) parçalanması üçün pH dərəcəsi profilinin pH 5 - 10 arasında nisbətən düz olduğunu müşahidə edirlər.

95 ° C-də ən az stabil nukleobazanın yarım ömrü 10-dur-1 il və ya təxminən 1 ay.

Şəkil 2. A, U, G, C və T-nin parçalanması üçün Arrhenius planı, pH 7. ∆, Garret və Tsau-dan məlumatlar (10). Tənliklər aşağıdakı kimidir: log k(A) = -5902/T + 8.15; log k(U) = -7649/T + 11,76; log k(G) = -6330/T + 9,40; log k(C) = -5620/T + 8,69; log k(T) = -7709/T + 11.24. [vurğulamaq üçün qırmızı xətlər əlavə edildi]


Pentoza şəkərlərinin parçalanması

Eyni tədqiqat qrupu nuklein turşularının şəkər hissələrinin sabitliyini araşdırdı Riboza və digər şəkərlərin parçalanma dərəcələri: kimyəvi təkamül üçün təsirlər.2 Müəlliflər H-də ribozun parçalanma sürətini müşahidə etsə də, analiz deuterasiya edilmiş suyun istifadəsi ilə bir qədər gizlənir.2100° C-də O və pH 7.0 D ilə eynidir2O 100° C və pD 7.4.

100° C və pD 7.4-də RNT-nin şəkər komponenti olan ribozun yarı ömrü 2 saatdan azdır. Maraqlıdır ki, müəlliflər qeyd edirlər ki, DNT-nin şəkər komponenti olan 2-dezoksiriboza ribozadan 2,6 dəfə daha yavaş parçalanır və yarım ömrü 4 saatdan az olur.

Şəkil 1. pD funksiyası olaraq ribozun parçalanma dərəcələri. Əyrilər k = k funksional formasını qəbul etməklə quraşdırılmışdır0/(1 + [H+]/Ka), burada Ka və k0 tənzimlənən sabitlərdir. [vurğulamaq üçün qırmızı xətlər əlavə edildi]


Trifosfatın hidrolizi

Sualınızın mahiyyətinə vararaq, yəni. hansı nöqtədə dNTP-lər artıq "polimerləşə bilməz", trifosfatın sabitliyi həyati əhəmiyyət kəsb edir, çünki iki distal fosfatın hidrolizi və qalan proksimal fosfatla fosfodiester bağının yaradılması DNT polimerləşməsinin sürətini məhdudlaşdıran mərhələdir.

Daha köhnə nəşr, γ-fenilpropil di- və trifosfatların hidrolizi,3 nukleotid analoqlarının hidrolizini 95° C-də, 0,3-10 pH diapazonunda araşdırır. ATP analoqu üçün spontan hidrolizin ADP-yə nisbəti çox aşağıdır, 17,5 × 10−5 s−1 pH ~5-də. Birinci dərəcəli kinetikanı fərz etsək, trifosfat formasının yarı ömrü ~4000 saniyədir və ya 95°C-də bir saatdan bir qədər çoxdur. Neytral pH-a yaxın tamponlu məhlulda trifosfatın daha da sabit olmasını gözləmək olar.

Cədvəl 5. γ-fenilpropil di- və trifosfatların və ADP və ATP-nin 95°-də hidroliz dərəcələrinin müqayisəsi


Bir 2 dəqiqəlik ilkin ərimə və 15 saniyəlik ərimə addımları ilə 20 dövrə ilə PCR, dNTP-ləri 95 ° C-də 420 saniyəyə qədər ifşa edəcək. Yalnız yuxarıda göstərilən 3 komponentli dNTP molekulunun ən az stabil komponenti olan trifosfatın hidrolizini nəzərə alsaq, eksponensial tənəzzül tənliyindən istifadə oluna bilər ki, burada verilmiş sürət sabitindən istifadə edərək, dövrənin sonunda hələ də "polimerləşə bilən" qeyri-korporativ dNTP-lərin nisbətini hesablamaq olar. "Hidroliz" kağız:

$N_{ ext{final}} = N_{ ext{ilkin}} × e^{-kt}$

$N_{ ext{final}} = e^{(-17,5 × 10^{-5} s^{-1})(420 s)} = 0,929$

Bəzi perspektivlər üçün 0,2 mM dNTP-li 50 μL PCR 1,51 × 10 yaratmaq üçün kifayət qədər xammal ehtiva edir.13 200 bp dsDNA amplikonunun nüsxələri, primerlərin amplikon gövdəsinə verdiyi töhfəyə məhəl qoymadan və polimerazanın və primerlərin həddindən artıq dərəcədə mükəmməl sədaqətini qəbul edərək. 10 ilə 20 dövrəli PCR6 şablonun molekulları 1,05 × 10 verəcəkdir12 amplikonlar, hər dövrədə mükəmməl təkrarlanmağı nəzərdə tutur, yəni dNTP-lərin 10 dəfədən çox artıq təmin edildiyi və istilik parçalanmasının bu sistemdə PCR sədaqətinə təsir göstərməsi ehtimalı azdır.


İstinadlar

  1. Levy M, Miller SL. RNT əsaslarının sabitliyi: həyatın mənşəyi üçün təsirlər. Proc Natl Acad Sci ABŞ. 1998 iyul 7;95(14):7933-8.
  2. Larralde R, Robertson MP, Miller SL. Riboza və digər şəkərlərin parçalanma dərəcələri: kimyəvi təkamül üçün təsirlər. Proc Natl Acad Sci ABŞ. 1995-ci il 29 avqust;92(18):8158-60.
  3. Miller DL, Westheimer FH. Qamma-fenilpropil di- və trifosfatların hidrolizi. Elm. 1965-ci il 30 aprel;148(3670):667.

Hər bir radioaktiv elementdə sabit və qeyri-sabit nüvələr var. Qeyri-sabit nüvələr radioaktiv parçalanmadır və alfa, beta və ya qamma şüaları yayır və nəticədə sabit nüvələrə çevrilir, radioaktiv nüvələrin sabit nüvələri isə dəyişmir. Yarımparçalanma dövrü qeyri-sabit nüvələrin yarısının parçalanma prosesindən keçməsi üçün lazım olan vaxt kimi müəyyən edilir.

Hər bir radioaktiv elementin fərqli yarım ömrü var. Məsələn, karbon-10-un yarı ömrü cəmi 19 saniyədir, ona görə də bu izotopu təbiətdə tapmaq mümkün deyil. Uran-233-ün yarı ömrü təxminən 160000 ildir. Bu, müxtəlif elementlərin yarı ömrünün dəyişməsini göstərir.

Yarımparçalanma müddəti konsepsiyası bəzi eksponensial çürüməni xarakterizə etmək üçün də istifadə edilə bilər. Məsələn, metabolitlərin bioloji yarı ömrü.

Yarım ömrü daha çox ehtimal ölçüsü kimidir. Bu o demək deyil ki, radioaktiv elementin yarısı yarı ömrü bitdikdən sonra çürüyəcək. Bununla belə, radioaktiv elementdə kifayət qədər nüvənin olması olduqca dəqiq bir təxmindir.


Polimeraza Zəncirvari Reaksiya (PCR)

PCR, az miqdarda mürəkkəb şablondan müəyyən uzunluq və ardıcıllıqla böyük miqdarda xüsusi DNT fraqmentlərinin istehsalı üçün in-vitro üsuldur. Bu texnikada pikoqramdan mikroqram miqdarında DNT miqdarı başlanğıc material, Hədəf DNT, primerlər, polimeraza və nukleotidlər genetik materialın çoxaldılması üçün bir sınaq borusunda birləşdirilir.

DNT üç müxtəlif temperaturda çoxlu inkubasiyaya məruz qalan enzimatik reaksiyada polimeraza zəncirvari reaksiya (Şəkil 12.10) ilə gücləndirilir. Hər bir PCR dörd mühüm komponentdən ibarətdir.

DNT Şablonu : Gücləndiriləcək bir və ya bir neçə hədəf DNT molekulunu ehtiva edən hər hansı mənbə şablon kimi qəbul edilə bilər. RNT həmçinin əks transkriptaza fermentindən istifadə edərək əvvəlcə DNT surətini çıxararaq PCR üçün istifadə edilə bilər.

Astarlar: Hər bir PCR üçün bir cüt oliqonukleotid primer tələb olunur, bunlar kimyəvi sintez yolu ilə əldə edilən qısa tək zəncirli DNT molekullarıdır. Bu primerlər hədəf ardıcıllığın əks tellərində bağlanmaq üçün nəzərdə tutulub ki, onlar nukleotidlərin əlavə edilməsi ilə bir-birinə doğru uzansınlar.

DNT polimeraza: PCR-də ən çox istifadə edilən ferment Thermus aquaticus adlı termostabil bakteriyadan təcrid olunmuş Tag DNT polimerazadır. 95°C-də 1-2 dəqiqə yaşayır və eyni temperaturda 2 saatdan çox yarım ömrü var. DNT polimeraza tək zəncirli DNT-yə bağlanır və orijinal zəncirinə tamamlayıcı yeni zəncir sintez edir. Bu fermentin PCR-də rolu DNT molekullarını kopyalamaqdır.

Deoksinukleotid trifosfatlar: PCR üçün dörd deoksinukleotid trifosfat, DNTPS (DATP, dGTP, DTTP, dCTP) tələb olunur ki, bunlar DNT polimeraza tərəfindən yeni DNT sintezi üçün tikinti blokları kimi istifadə olunur.

Polimeraza zəncirvari reaksiya (PZR) aşağıdakı kimi üç mərhələdən ibarətdir (Şəkil 12.11):

  1. İki zəncirli DNT-ni tək zəncirli DNT-yə çevirmək üçün DNT-nin əriməsi (95°C) (denaturasiya).
  2. Astarların (50 65°C-də) hədəf zolağın hər iki ucuna yapışdırılması (primerlərin yumşaldılması).
  3. Deoksinukleotidlərin ardıcıl əlavə edilməsi (primer uzadılması) ilə seqment boyunca yeni ikiqat zəncirli DNT yaratmaq üçün primer DNT polimerazının genişləndirilməsi. Temperatur yenidən yüksəldikdə yeni iplər ayrılır və proses yenidən başlayır. Tipik PCR dövrünün temperatur profili Şəkil 12.12-də göstərilmişdir.

Oliqonukleotid primerləri arzu olunan hədəf gen ardıcıllığını əhatə edən DNT bölgəsini hibridləşdirmək üçün nəzərdə tutulmuşdur. Sonra primerlər sərbəst deoksinukleotid trifosfatın iştirakı ilə Thermus aquaticus (Taq)-dan əldə edilən DNT polimerazadan istifadə edərək hədəf ardıcıllıqla uzadılır. Bu üç addım reaksiyanın bir dövrəsini təşkil edir. Bu addımlar temperaturun manipulyasiyası ilə təkrarlanır, PCR maşını istifadə edərək, bir dövr təxminən 3-5 dəqiqə çəkir və 30 dövrədən sonra (təxminən 3 saat) DNT-nin tək bir nüsxəsi 1.000.000 nüsxəyə çarpa bilər.

RNT polimeraza zəncirvari reaksiya bir RNT şablonundan başlayaraq gücləndirməyə imkan verən PCR texnikasının modifikasiyasıdır. Polimeraza zəncirvari reaksiya sahəsində son tədqiqatlar metodun effektivliyinə töhfə verən texnikaların inkişafına səbəb olmuşdur. PCR çox yönlü bir texnikadır. PCR-nin mühüm variasiyaları aşağıdakılardır:

Tərs PCR: PCR, primerlə əhatə olunanların deyil, primerdən uzaq olan DNT ardıcıllığının gücləndirilməsi üçün istifadə edilə bilər. Gücləndiriləcək ardıcıllıqlar vektorda klonlana bilər və vektorun sərhəd ardıcıllığı polimerləşmənin tərs istiqamətdə getdiyi şəkildə primer kimi istifadə edilə bilər.

Anchored PCR: Bu üsulda yalnız bir primer istifadə olunur. Əvvəlcə bir ip kopyalanır və sonra yeni sintez edilmiş ipin sonunda poli G quyruğu bağlanır. Bu, tamamlayıcı homopolimerin, poli-C-nin PCR tərəfindən yaradılan DNT tək zəncirlərinin surətini çıxarmaq üçün primer kimi istifadə edilməsinə imkan verir. Normal şəkildə gücləndirilə bilən tam DNT dupleksini yaradır.

RT-PCR: Əks transkripsiya vasitəçiliyi ilə işləyən PCR CDNA sintezi (əks transkripsiya ilə) və PCR gücləndirilməsi prosesini birləşdirən tək tətbiqi əhatə edir. O, həmçinin əks transkriptaza fermentindən istifadə edərək mRNT-dən sintez edilən ikiqat zəncirli CDNA-ya da tətbiq oluna bilər. Termostabil ferment rTci cDNA sintezindən RNT şablonlarından istifadə edir və beləliklə, quş fare virusundan (AMV RTase) tək ferment RT-PCR viral əks transkriptaza imkan verir.

Asimmetrik PCR: O, birbaşa DNT ardıcıllığı üçün istifadə edilə bilən DNT ardıcıllığının tək zəncirli nüsxələrini yaratmaq üçün istifadə olunur. İki primer (100 : 1 nisbəti) reaksiya qarışığında elə tənzimlənir ki, onlardan biri təxminən 10 və ya daha çox dövrə tükənir. Bu dövrlərdən sonra yalnız bir DNT seqmenti nüsxələnir və bu nüsxələr DNT ardıcıllığı üçün ideal başlanğıc materialdır. Bu variasiya asimmetrik PCR kimi tanınır.

AP-PCR: Arbitrary primed PCR (AP-PCR) təsadüfi gücləndirilmiş polimorfik DNT (RAPD) növüdür, burada PCR-də genomik DNT-ni gücləndirmək üçün 10-50 əsasdan ibarət tək primerlərdən istifadə olunur. uelsMcCleland (1990) ixtiyari astarlanmış – PCR inkişaf etdirdi və ixtiyari primerlərlə genomların barmaq çapını həyata keçirdi.

Polimeraza zəncirvari reaksiya molekulyar biologiya, dərman və biotexnologiyanın müxtəlif sahələrində faydalıdır.


Deinococcus radiopugnans-dan yüksək dərəcədə termostabil, homodimerik tək zəncirli DNT bağlayan zülal

Biz mezofil və yüksək radiasiyaya davamlı Deinococcus radiopugnans-dan (DrpSSB) tək zəncirli DNT bağlayan zülalın (SSB) identifikasiyası və xarakteristikası haqqında məlumat veririk. DrpSSB zülalının tam struktur geni olan PCR-dən alınmış DNT fraqmenti klonlanmış və Escherichia coli-də ifadə edilmişdir. 900 nukleotiddən ibarət açıq oxu çərçivəsindən ibarət gen, hesablanmış molekulyar çəkisi 32,45 kDa və pI 5,34 olan 300 amin turşusundan ibarət zülal kodlaşdırır. Amin turşuları ardıcıllığı Thermus aquaticus, Thermus thermophilus, Deinococcus radiodurans və E. coli SSB-ləri ilə müvafiq olaraq 43, 44, 79 və 18% eynilik nümayiş etdirir. DrpSSB monomer başına iki OB qatını ehtiva edir və homodimer kimi fəaliyyət göstərir. Poli(dT) ilə flüoresan titrləmələrdə DrpSSB duz konsentrasiyasından asılı olaraq 24-31 nt bağladı və flüoresans təxminən 80% söndürüldü. E. coli-də tamamlama analizində DrpSSB EcoSSB-nin in vivo funksiyasını öz üzərinə götürdü. DrpSSB-nin yarımxaricolma dövrü 90 dərəcə C-də 120 dəqiqə, 95 dərəcə C-də 60 dəqiqə və 100 dərəcə C-də 30 dəqiqə idi. Bu nəticələr yalnız termofilik T. aquaticus-dan SSB-nin yarı ömrü kontekstində təəccüblü idi. 95 dərəcə C-də 30 s yarımxaricolma dövrü. DrpSSB, molekulyar biologiya metodları və analitik məqsədlər üçün tətbiqlərində TaqSSB və TthSSB üçün cəlbedici alternativ təklif edərək, bu günə qədər müəyyən edilmiş ən termostabil SSB kimi zülaldır.


Sümükdə DNT-nin yarı ömrü: 158 tarixli fosildə çürümə kinetikasının ölçülməsi

DNT-nin həddindən artıq sağ qalması iddiaları zamanla DNT deqradasiyasının etibarlı modellərinə ehtiyac olduğunu vurğuladı. Nəsli kəsilmiş Yeni Zelandiya moasının 158 radiokarbon tarixli sümüyündən mitoxondrial DNT-ni (mtDNT) təhlil edərək, biz empirik olaraq uzun müddət fərz edilən eksponensial çürümə əlaqəsini təsdiq edirik. Coğrafi cəhətdən məhdud olan bu fosil toplusunda orta DNT yarı ömrünün 242 bp mtDNT ardıcıllığı üçün 521 il olduğu təxmin edilmişdir ki, bu da hər nukleotid parçalanma sürətinə uyğundur (k) ildə 5,50 × 10-6. Effektiv basdırılma temperaturu 13,1°C olan bu sürət, dərc edilmiş kinetik məlumatlardan proqnozlaşdırılandan təxminən 400 dəfə yavaşdır. in vitro pH 5-də DNT-nin depurinasiyası. Ən yaxşı eksponensial model ilə təsvir olunsa da (R 2 = 0.39), DNT-nin qorunmasında nümunədən nümunəyə əhəmiyyətli fərq geoloji yaşa görə hesablana bilməz. Bu variasiya, ehtimal ki, tafonomiya və sümük diagenezindəki fərqlərdən irəli gəlir ki, bu da DNT-nin çürüməsi kinetikasını öyrənmək üçün əvvəlki, daha az məkan məhdudiyyətli cəhdləri qarışdırır. Nəhayət, Illumina HiSeq məlumatlarında DNT parçalanma dərəcələrini hesablayaraq, nüvə DNT-nin mtDNA-dan ən azı iki dəfə daha sürətli parçalandığını göstəririk. Bu nəticələr sümükdə uzunmüddətli DNT-nin sağ qalmasını proqnozlaşdırmaq üçün əsas verir.

1. Giriş

Baxmayaraq ki, 1990-cı illərin əvvəllərində milyon illik fosillərdən [1–4] əldə edilən DNT iddiaları indi geniş şəkildə müasir çirkləndiricilər [5–13] kimi qəbul edilsə də, uzunmüddətli ölümdən sonra DNT-nin çürüməsi hələ də zəif başa düşülür. Oranı qiymətləndirmək üçün empirik məlumatların çatışmazlığı var yerində DNT parçalanması. Qədim DNT (aDNT) sahəsi bu yaxınlarda müstəsna qorunma nümunələrindən asılı olan bütöv genom profilinin yaradılması [14-17] dövrünə qədəm qoyduğu üçün DNT-nin çürüməsinin təbiətini və sürətini anlamaq hər ikisi üçün həmişə olduğu kimi aktualdır. proqnozlaşdırma və autentifikasiya məqsədləri.

DNT məhdud kimyəvi sabitliyə malikdir və canlı hüceyrələrin enzimatik təmir mexanizmləri olmadan çürüyür [18]. Hüceyrə ölümündən sonra nukleazlar DNT-ni parçalara ayırmağa başlayır [19] və parçalanma zamanı DNT mikroorqanizmlər tərəfindən həzm olunur [18,20]. Uzunmüddətli DNT-nin tənəzzülünü təyin edərkən belə hesab edilir ki, amin qruplarının hidrolizi purin qalıqlarının itkisini sürətləndirir (depurinasiya), nəticədə zəncir zəncirinin parçalanması ilə nəticələnir [21,22]. Bu təsadüfi DNT parçalanması DNT fraqmentinin uzunluğu və molekulların sayı arasında xarakterik mənfi eksponensial korrelyasiya yaradır (şəkil 1).a) [23,24,26,27].

Şəkil 1. DNT parçalanma nəzəriyyəsi. (a) DNT-nin təsadüfi parçalanması nəticəsində yaranan eksponensial əlaqə. Ölümdən sonra, şablon fraqmentinin uzunluğu (L) paylanma zədələnmiş sahələrin nisbəti ilə müəyyən edilən eksponensial azalmadan sonra (λ). Bu əlaqə həm müasir, həm də qədim nümunələrdə təsvir edilmişdir [23-25]. Burada bir fraqment ölçüsü paylanması təmsil edir λ = 0,02 (DNT onurğasındakı bağların 2%-i qırılır). (b) Bu tədqiqatdan əvvəl nümayiş etdirmək olduqca çətin olan müvəqqəti DNT çürüməsinin hipotetik siqnalı. Model hesab edir ki, müşahidə olunan zərər fraksiyası (λ) çürümə sürətinə çevrilə bilər (k) yaş olduqda (T) nümunəsi məlumdur. Bu o deməkdir ki, verilmiş uzunluqdakı DNT nüsxələrinin sayı (L) zaman keçdikcə eksponent olaraq azalacaq - buna görə də DNT-nin yarımparçalanma dövrü var. Burada 50 bp DNT fraqmentinin nəzəri çürümə kinetikası, k hər sayt üçün ildə 2%. k 50 bp çürümə sürətinə çevrilir (k50), Poisson paylanmasına görə: k50 = 1 – (e −0,02*50 ).

Çarpaz əlaqələr kimi digər növ DNT zədələnməsi baş versə də [28,29], DNT-nin parçalanmasında depurinasiyanın rolu yaxşı sənədləşdirilmişdir və yüksək məhsuldarlıqlı ardıcıllıq məlumatlarından əldə edilən zərər nümunələri purinlərin qədim dövrlərdə zəncir qırılmalarına bitişik olduğunu göstərir. nümunələri [30-33]. Bununla belə, parçalanma sürətinin zamanla sabit sayıla biləcəyi və ya oxşar çökmə mühitlərindən olan nümunələr arasında nə dərəcədə dəyişdiyi məlum deyil. Həqiqətən, sabit sürət DNT-nin çürüməsinin birinci dərəcəli kinetikaya (yəni, DNT-nin yarı ömrü rəqəm 1-ə malikdir) əməl etməsini nəzərdə tutur.b) və buna görə də nümunənin yaşı potensial olaraq DNT-nin qorunması və əksinə.

Çox cəhdlərə [24,31,34-41] baxmayaraq, yaş və DNT-nin mühafizəsi arasında ümumi əlaqəni nümayiş etdirmək olduqca çətin olmuşdur, yəqin ki, taphonomiya, fosil saxlama, oksigenləşmə, mikrob kimi fiziki, kimyəvi və bioloji amillərin dəyişməsi səbəbindən. diagenez, pH və ion gücü və kationların, humiklərin və humatların mövcudluğu. Üstəlik, tədqiqatların əksəriyyəti kiçik nümunə ölçüləri və fərdi tarixli nümunələrin olmaması ilə məhdudlaşır və qarışıq taphonomiyaların potensial problemlərinə səbəb olur. Əvvəlki işlərdə aydın temporal tendensiyaların olmaması onu göstərir ki, DNT-nin çürümə sürəti ya geniş şəkildə dəyişir (buna görə də sürət deyil). özbaşına) və ya yuxarıda qeyd olunan amillərin gətirdiyi “səs-küy”ün öhdəsindən gəlmək üçün böyük, homojen və dəqiq tarixli nümunə tələb olunur. Bir çox qeyri-müəyyən nəticələrin işığında, ümumi imtina ondan ibarətdir ki, DNT-nin çürümə sürətini proqnozlaşdırmaq mümkün deyil [42-44].

Bununla belə, bir neçə tədqiqat DNT-nin qorunub saxlanması ilə arasında əlaqə olduğunu göstərdi ölümdən sonra yaş. Bar və b. [45] insanın ölümündən sonra 20 gün ərzində insan toxumalarından (qan, əzələ və dalaq) alınan gücləndirilə bilən DNT fraqmentlərinin uzunluğunun eksponensial şəkildə azaldığını göstərdi və Campos. və b. [46] dəfn edildikdən sonra inək sümüyünün DNT tərkibinin sürətlə azaldığını göstərdi. Üstəlik, Adler və b. [26] 37 qədim insan nümunəsi (əsasən dişlər) əsasında DNT-nin qorunması ilə yaş arasında zəif eksponensial korrelyasiya göstərmişdir. Bu nümunələrin hamısına ayrı-ayrılıqda tarix qoyulmayıb, lakin nəticə ümidvericidir və uzunmüddətli DNT parçalanmasının daha ətraflı tədqiqi üçün təkan verir.

Yaş və qorunma arasında əlaqə yaratmaq yeganə problem deyil. Depurinasiya sürətinə, digər amillərlə yanaşı, temperatur da təsir edir [22], bu da DNT-nin ən ekstremal sağ qalmasının nə üçün təxminən 450-800 kyr buz nüvəsində sənədləşdirildiyini izah edir [47]. Smith və b. [11,12] nümunələri normallaşdırmaq və DNT-nin sağ qalmasını proqnozlaşdırmaq üçün DNT parçalanmasının temperaturdan asılılığından istifadənin mümkünlüyünü müdafiə etdi. Sümükdə ən bol olan zülal olan kollagen üçün belə bir əlaqə nümayiş etdirilmişdir [48]. Ancaq DNT üçün termal yaş modelini qurmaq üçün ilk addım bu uzun müddətli olduğunu təsdiqləməkdir yerində DNT deqradasiyası sürət kinetikası ilə təsvir edilə bilər.

Nümunə yaşı ilə DNT-nin mühafizəsi arasındakı əlaqəni sənədləşdirmək cəhdində biz nəsli kəsilmiş Yeni Zelandiya moa (Aves: Dinornithiformes) sümüklərindən mitoxondrial DNT (mtDNA) fraqmentlərinin nisbi surət sayını ölçmək üçün kəmiyyət real vaxt PCR (qPCR) dizaynından istifadə edirik. ). Böyük bir məlumat dəstindən başqa (158 radiokarbon tarixli sümükdən qPCR məlumatları), tədqiqatımız yüksək lokallaşdırılmış olması ilə əvvəlki cəhdlərdən fərqlənir. Üç bitişik (bir-birindən 5 km-dən az) fosil yatağında (şəkil 2) anoksik, əhəngdaşı ilə örtülmüş çöküntülərdən əldə edilmiş Holosen fosil tibiotarsi-dən istifadə edərək, biz yüksək səviyyəli nümunə homojenliyini təmin etməyə və iqlim və tafonomiya dəyişənlərini minimuma endirməyə çalışırıq. Həmçinin, yalnız təbii sümük yığılmalarından nümunə götürməklə, tafonomik proseslərə təsir edə biləcək digər mürəkkəbləşdirici amilləri (məsələn, kəsmə və bişirmə) minimuma endirməyi gözləyirik [27,49].

Şəkil 2. Tədris sahəsi. Üç fosil yatağı, PV (42°58'22.0" S, 172°35'49.0" E), BHV (42°58'19.36" S, 172°39'56.15" E) və Rosslea (42°57'538. ″ S, 172°39′22.39″ E), bunlardan 158 radiokarbon tarixli moa fosili DNT-nin parçalanma kinetikası üçün xarakterizə edilmişdir. Şimali Kenterberi, Cənubi Ada, Yeni Zelandiyanın əraziləri Cənubi Alp dağlarının şərq yağış kölgələrində 5 km radiusda yerləşir. Ərazinin çox hissəsi 200 m a.s.l-dən çoxdur. düz allüvial düzənliklərdən və yuvarlanan aşağı enişlərdən ibarətdir. Kalibrlənmiş radiokarbon yaşları və DNT mühafizəsi haqqında məlumat (CT dəyərlər) hər bir sayt üçün göstərilir. m, orta yaş.

Üç fosil sahəsi müxtəlif vaxtlarda qazıldığı üçün (şəkil 2), saxlama müddətlərinin DNT-nin bərpasına təsiri də qiymətləndirilə bilər. Pruvost və b. [50] bir sümük çökmə mühitindən çıxarıldıqda DNT deqradasiyasının gücləndiyini müdafiə etdi. Burada təhlil edilən moa fosilləri təxminən 70 il ərzində yaxşı sənədləşdirilmiş tarixlərdə tapıldı və bu, qazıntıdan sonrakı saxlama müddətinin əhəmiyyətini yoxlamağa imkan verdi.

Bu tədqiqatın üç əsas məqsədi bunlar idi: (i) uzunmüddətli DNT çürüməsinin birinci dərəcəli kinetikaya uyğun olub-olmadığını yoxlamaq və bununla da, müəyyən bir vəziyyətdə sümükdə uzunmüddətli çürümə sürətini qiymətləndirmək üçün proqnozlaşdırıcı modelin əsasını təsdiqləmək (ii) dəfn temperaturu və bu sürəti məhluldakı DNT-dən proqnozlaşdırılan depurinasiya sürəti ilə müqayisə edin [21,22] və (iii) sümükdə DNT-nin saxlanmasında saxlama vaxtının nisbi əhəmiyyətini qiymətləndirmək.

Nəhayət, Deagle-ın ardınca və b.'s [23] məlum yaş nümunəsindən DNT fraqmentinin uzunluqlarının tezlik paylanmasının DNT çürümə sürətini qiymətləndirmək üçün istifadə oluna biləcəyini nümayiş etdirərək, biz iddia edirik ki, histoqramlar yüksək məhsuldarlıqlı sıralama platformalarından əldə edilən minlərlə-milyon oxunuşlara əsaslanır. DNT parçalanmasını araşdırmaq üçün “yan məhsulu” təmsil edə bilər. Buna görə də, qPCR nəticələri ilə müqayisə oluna bilən müstəqil DNT-nin çürümə sürəti təxminlərinə nail olmaq üçün metodu iki moa nümunəsindən əldə edilmiş Illumina HiSeq 2000 məlumatlarına tətbiq edirik.

2. Material və üsullar

(a) Nümunə götürmə, tarix təyin etmə və saxlama

158 moa sol tibiotarsi nümunəsi daha əvvəl təsvir edildiyi kimi aparılmışdır [51]. Material Şimali Kenterberi, Cənubi Ada, Yeni Zelandiya Piramida Vadisində (PV) 5 km radiusda yerləşən üç bitişik ərazini əhatə edirdi. n = 103), Bell Hill Üzüm bağı (BHV n = 47) və Rosslea (n = 8) (şəkil 2). Nümunələr və saytlar haqqında əlavə məlumat daha əvvəl verilmişdir [52,53] və həmçinin elektron əlavə materialda, cədvəl S1-də verilmişdir. PV və BHV nümunələri muzey kolleksiyalarından götürülüb, Rosslea materialı isə 2008-ci ildə qazıntıdan 14 gündən az vaxt sonra götürülüb [53].

Sümük jelatini Isolytix Ltd, Dunedin, Yeni Zelandiya tərəfindən standart protokollardan istifadə etməklə çıxarılmışdır. Jelatin nümunəsi parçalanmaları stabil izotopik analiz (Environmental Isotopes Ltd, Sidney, Avstraliya) və sürətləndirici kütlə spektrometriyası (AMS) radiokarbon analizi üçün göndərildi. Radiokarbon yaşları Rafter Radiocarbon Laboratory, GNS Science-də ölçüldü. Lower Hutt, Yeni Zelandiya. Yaşlar şərti radiokarbon yaşları və O x C al v. 4.1 (Oxford Radiocarbon Accelerator Unit) proqramı tərəfindən yaradılan median kalibrlənmiş yaş və 95% ehtimal paylamaları kimi bildirilir. Nümunə keyfiyyəti C: N molar kütlə nisbəti və sabit izotopik nisbətlərdən istifadə etməklə qiymətləndirilib.δ 15 N, δ 13 C) arxiv məlumatları ilə müqayisədə və eyni dərəcədə yüksək idi (bax elektron əlavə material, cədvəl S1).

Bu tədqiqatda istifadə edilən moa sümükləri müxtəlif dövrlərdə qazılmışdır (şəkil 2). PV elementləri 1939-1973-cü illərdə [54], BHV 2001-ci ildə [52] və Rosslea 2008-ci ildə [53] qazıntılar zamanı aşkar edilmişdir. Saxlama vaxtının potensial DNT deqradasiyası təsirini qiymətləndirmək üçün DNT-nin mühafizəsi, kalibrlənmiş 14 C yaşı və saxlama müddəti arasında çoxsaylı reqressiya təhlili (SPSS v. 19) aparılmışdır. Bu təhlil bütün verilənlər bazasında aparılmışdır (n = 158) və eksklüziv olaraq hər bir sümük üçün qazıntı tarixləri qeyd edilməklə, 35 il ərzində qazılmış PV-dən 103 element üzrə.

(b) DNT çıxarılması və qPCR

DNT bütün nümunələrdən əvvəllər [52] təsvir edilmiş və elektron əlavə materialda, mətn S1 mətnində təfərrüatı verilmiş standartlaşdırılmış metoddan istifadə etməklə, xüsusi aDNA müəssisələrində (Merdok Universiteti, Perth, Avstraliya) təcrid edilmişdir. Bütün DNT ekstraksiyaları 200 mq vahid nümunə götürülmüş və toz halına salınmış sümükdən aparılmışdır. DNT təcrid protokolu (molekulyar çəkinin kəsilməsi (MWCO) və silisiumun təmizlənməsi) əsasən inhibitorlardan azad DNT yaratmaq qabiliyyətinə görə seçilmişdir.

262F/441R fraqmentinin DNT gücləndirilməsi (mtDNA nəzarət bölgəsi, primerlər daxil olmaqla 242 bp—bax Bunce və b. [55]) BioRad My-IQ termosiklində SYBR-yaşıl aşkarlama kimyasından istifadə etməklə həyata keçirilmişdir. Standartlaşdırılmış aşkarlama səviyyəsi ilə qeydə alınmış dövr həddi (CT) dəyərlər hər ekstraktda nisbi DNT mühafizəsini təmsil edirdi. Ekstraksiyadan sonrakı saxlama müddətinin təsirini minimuma endirmək üçün DNT ekstraksiyasından dərhal sonra qPCR aparıldı. qPCR quraşdırmamızın kəmiyyət cavabı və ümumi tətbiqi daha əvvəl qismən eyni çıxarışlara əsaslanaraq təsdiq edilmişdir [51,56-58]. Bundan əlavə, biz bütün PCR məhsulları üçün ərimə əyrisi analizləri apardıq (bax elektron əlavə material, mətn S1 və şəkil S1), həmçinin 'spike-in' (elektron əlavə materiala, cədvəl S2), seyreltmə- (bax). elektron əlavə material, şəkil S3 və cədvəl S3) və PCR səmərəliliyi (elektron əlavə materiala, şəkil S3-ə baxın) təcrübələri. Bu, düzgün hədəfin gücləndirilməsinin izlənilməsini təmin etmək və PCR inhibisyonunu yoxlamaq üçün edilib (elektron əlavə materiala, S1 mətninə baxın). Əksər hallarda (70%-dən çox) faktiki qPCR məhsulları onların növlərinin mənşəyini (məlumat göstərilməyib) və amplikonların spesifikliyini təsdiq edən birbaşa ardıcıllıqla aparılmışdır. Ərimə əyrisinin sapma diaqnostikasını göstərən ekstraktlar (qeyri-spesifik gücləndirmələr və/və ya dimer yığılması səbəbindən) analizdən çıxarılıb (təxminən 20 nümunə). Biz etiraf edirik ki, bir neçə növ üzərində işləməli olan primerləri olan nisbətən böyük (242 bp) amplikonlar qPCR qurğusunda ideal deyil. Bütün testlərimiz göstərdi ki, test kifayət qədər möhkəmdir və nəzərdə tutulan məqsəd üçün təkrarlana bilir.

qPCR reaksiyaları arasında stoxastik variasiya gözlənilir, xüsusən də aşağı nüsxə sayı DNT-ni gücləndirərkən CT 35-dən böyük dəyərlər. Təkrarlanan qPCR-lərdə 50 ekstraktın nəticələri (eyni ekstrakt, lakin müstəqil PCR mastermiksi və termosiklinq axını) bu effekti təcrid etmək və stoxastik qPCR effektləri tərəfindən təqdim edilən dəyişikliyi qiymətləndirmək üçün istifadə edilmişdir. DNT ekstraktları arasında tutarlılığı yoxlamaq üçün bir moa sümüyü üç dəfə nümunə götürüldü və çıxarıldı, bu da yalnız kiçik sapmalar göstərdi. CT (1 sikldən az) ekstraktlar arasında müxtəlif səviyyələrdə seyreltmə (bax elektron əlavə material, cədvəl S4).

İlkin məlumatlar dörd Şimali Kenterberi moa növündən birinin DNT-nin (Pachyornis elephantopus) qPCR analizində daha az effektiv şəkildə gücləndirildi. Biz primer-bağlayıcı sahə mutasiyalarının səbəb olduğundan şübhələnirik və sistematik meylin qarşısını almaq üçün bu növdən olan məlumatlar xaric edilmişdir.

(c) qPCR məlumatından tənəzzül sürətinin təxmin edilməsi

PCR reaksiyasında DNT nüsxələrinin sayı dövr başına eksponensial artımı izləyir. Əgər bir DNT ekstraktı a CT digərindən üç dövr yüksəkdir, onda birincisi səkkiz dəfə (2 3 ) az DNT-yə malikdir (100% gücləndirmə səmərəliliyi ilə ideal vəziyyətdə). DNT-nin mühafizəsi ilə yaş arasındakı əlaqəni yoxlamaq üçün biz hər bir nümunədəki şablon molekullarının nisbi sayını “ən yaxşı” nümunəyə uyğun hesabladıq (Dinornis robustus, S39955, CT = 24,8), bu da 100 faiz səviyyəsində müəyyən edilmişdir. Baxmayaraq ki, bəzi əvvəlki aDNA tədqiqatları çevrilir CT dəyərləri mütləq başlanğıc nüsxə nömrələrinə [24,59], digərləri isə yox [46], çünki dəqiqlik və mənalılıq bəzən şübhə altına alına bilər [58]. Bizim məqsədimiz üçün nisbi istifadə CT dəyərlər kifayət idi, çünki bizi mütləq rəqəmlər deyil, yalnız dərəcələr maraqlandırırdı.

Adlerin ardınca və b. [26], biz sınaqdan keçirdik (SPSS v. 19-da) zamanla müşahidə edilən DNT deqradasiyasının xətti, tərs, S-şəkilli və ya eksponensial çürümə modeli ilə daha yaxşı təsvir oluna biləcəyini yoxladıq. Eksponensial tənəzzül əlaqəsi aşağıdakı kimi qiymətləndirilə bilər: Nt = N0 × e k 242t (NtN0 zamanda kəmiyyətdir t və 0, müvafiq olaraq, və k242 bütün 242 bp fraqmenti üçün çürümə sabiti). Orta molekulyar yarımxaricolma dövrü (t1/2 = (ln 2)/k242) müvafiq olaraq bütün verilənlər toplusundan və hər bir fosil sahəsi üçün hesablana bilər. Təsadüfi parçalanma modeli təxmin edir ki, parçalanma sürəti və fraqment uzunluğu arasında əlaqə Puasson paylanmasıdır (şəkil 1) [23]. Buna görə də, hər bir nukleotid üzrə orta parçalanma sürəti təcrid yolu ilə hesablanır k in: k242 = 1 – (e −k*242 ).

(d) Illumina HiSeq məlumatlarından çürümə sürətinin təxmin edilməsi

İki Cənubi Ada nəhənginin DNT ekstraktları (D. robustus) fosillər Illumina HiSeq 2000 ardıcıllığı üçün seçilmişdir (ətraflı məlumat üçün elektron əlavə materiala, S1 mətninə baxın). Qədim bir sümükdən əldə edilən "ov tüfəngi" ardıcıllığı məlumatlarının yalnız bir hissəsinin hədəf növün DNT-sini təmsil edəcəyi gözlənilir. Mikrob DNT oxunuşların bir hissəsini təşkil edəcək [60,61]. Endogen moa DNT-nin ardıcıllığını əldə etmək üçün yalnız dəvəquşunun dərc edilməmiş qaralamasının (Struthio camelus) genom (San Dieqo Zooparkı tərəfindən təmin edilən mənbə toxuması və Oliver Ryder, San Diego Zoo Genome 10K BGI, Çin tərəfindən təmin edilən genomik məlumatlara qabaqcadan giriş) və mtDNA genomu D. robustus moa (GenBank: AY016013.1) [62] aşağı axın analizlərində istifadə edilmişdir. Xəritəçəkmədə standart parametrlərdən istifadə etməklə BWA [63] proqram təminatı istifadə edilmişdir. Bütün xəritələnmiş oxunuşların nəticədə fraqment uzunluğu histoqramları DNT-nin çürümə sürətlərini qiymətləndirmək üçün istifadə edilmişdir. Təsadüfi parçalanma modelinə görə, gücləndirilə bilən şablonun miqdarı artan fraqment ölçüsü ilə eksponent olaraq azalmalıdır [23] (şəkil 1).a). Log-transformasiya edilmiş nüsxə nömrələri buna görə də azalma meyli ilə amplikon uzunluğu ilə xətti əlaqəyə malikdir (λ) DNT onurğasında bir əlaqənin parçalanma ehtimalını təsvir edən [23]. Nümunə yaşı məlum olduqda lambda zərər dərəcəsinə çevrilə bilər (şəkil 1b).

3. Nəticələr və müzakirə

(a) Sümükdə mtDNT-nin yarı ömrünün təxmin edilməsi

158 fosilin kalibrlənmiş radiokarbon yaşları, indiyədək kalibrlənmiş təqvim illərindən əvvəl 602-dən 7839 BP-ə qədər olan Orta-Gec Holosen yığılmasını sənədləşdirdi (“indiki” CE 1950-ci il rəqəm 2 elektron əlavə material, cədvəl S1). Nisbi DNT nüsxə sayını yaşla əlaqələndirərkən, xətti (R 2 = 0.002, səh = 0,604), tərs (R 2 = 0.002, səh = 0,598) və S formalı (R 2 = 0.229, səh < 0.001) model eksponensial əlaqədən daha aşağı olduğunu sübut etdi (R 2 = 0.386, səh < 0,001 rəqəm 3). Beləliklə, qPCR nəticələri fosillərdəki şablon mtDNT molekullarının sayının birinci dərəcəli çürümə kinetikası ilə ən yaxşı şəkildə təsvir edildiyini göstərdi (fərdi üçün elektron əlavə materiala, cədvəl S4-ə baxın) CT values). The equation for the fitted regression was:

ilə Nt being the proportion of molecules left at the time t (years BP), compared with the best sample. Solving the equation yielded a molecular half-life of 521 years for the targeted 242 bp mtDNA fragment, and assuming a Poisson distribution [23], the per site decay rate (k) was 5.50 × 10 –6 per year.

Figure 3. Correlations between age and DNA preservation. Relative mtDNA copy numbers (determined by qPCR) in moa bone plotted against age for all 158 fossils (a), and for each of the three deposits respectively (b). The exponential correlations are significant (səh < 0.005) except for the BHV data (səh = 0.1) when tested alone. Although a faster average decay is observed at Rosslea, the decay rates (slopes) did not differ significantly from each other.

As noted, several studies have attempted to investigate DNA degradation kinetics using samples of different ages. Here, we show that by using a controlled experimental set-up, with samples normalized for ambient temperature, an exponential relationship between sample age and DNA preservation can be demonstrated. This supports the view that random DNA fragmentation, likely caused by depurination, applies not only to short-term degradation of DNA in a solution [21,22] but also to ancient DNA in fossil bone.

(b) Comparison with Lindahl & Nyberg's [22] results

The rate constant (k) depends on absolute temperature (T) according to the relationship:

harada A is the pre-exponential factor, Ea is the activation energy and R the gas constant. On the basis of the Arrhenius plot in Lindahl & Nyberg [22], showing the temperature-dependency of depurination at pH 5, we estimated k to 2.11 × 10 –3 per site per year (see the electronic supplementary material, text S2), which is 384 times faster than the rate estimated from the moa data (figure 4).

Figure 4. Observed and predicted rates of DNA decay. The predicted survival of DNA in bone through time, measured as intact phosphodiester bonds in the DNA backbone (a), and survival of a 242 bp fragment (b). The depicted survival rates are based on: (i) the average mtDNA decay rate measured directly from qPCR of 158 moa bones (ii) the rate of depurination measured from DNA in solution at pH 5 in Lindahl & Nyberg [22] but adjusted to 13.1°C to allow comparison with the moa data (iii) the same rate adjusted further to pH 7.5, as expected inside a bone (iv) mtDNA and nuDNA decay rates calculated based on Illumina HiSeq data from two moa samples (HiSeq 1 from sample S40114, HiSeq 2 from sample S39946-3). The estimated decay rate (k, per site per year) is listed for each of the seven datasets.

Assuming that long-term DNA fragmentation happens primarily as a result of depurination, this discrepancy is probably related to pH and access to free water. Even if the burial environment is slightly acidic, sacrificial dissolution of microcrystalline carbonated bioapatite will likely act as buffer within the bone. On the basis of the measurements in Berna və b. [64], we used pH 7.5 as an appropriate value for bone (see the electronic supplementary material, Text S2). From Lindahl & Nyberg [22], we find that k at a pH of 7.5 is təxminən 73 times slower than the same at pH 5 (see the electronic supplementary material, Text S2), but still təxminən five times faster than the rate observed for moa mtDNA (figure 4). Given that the same authors also reported a twofold rate decrease in the presence of apatite, as in bone (cited in [18]), the rate expected from Lindahl & Nyberg's [22] in vitro results is perhaps only roughly twice as fast, as the rate we observe for the moa qPCR estimate.

From equation (2.2), it is clear that both the pre-exponential factor (A) and the activation energy (Ea) affect the decay rate (k), but Lindahl & Nyberg [22] showed similar values of Ea at pH 5 and 6. We therefore assume that the estimated Ea of 127 kJ mol −1 also applies to pH 7.5. Bununla Ea value, and an observed average k for moa mtDNA of 5.5 × 10 –6 per site per year, and an estimated fossil burial temperature T = 13.1°C or 286.25 K (see the electronic supplementary material, text S3), the pre-exponential factor A is determined to e 41.2 . The average decay rate (per site per year) for mtDNA in moa bone is therefore related to temperature as follows (figure 4):

This is arguably the best available approximation for the temperature-dependency of long-term decay of mtDNA in bone, and it should be used as a guide for future work on DNA decay kinetics. We note that Lindahl & Nyberg [22] tested only the temperature dependency of depurination between 45°C and 80°C (318.15–353.15 K), and it remains to be confirmed that the relationship in their Arrhenius plot can be projected to include more typical burial temperatures, as seen in table 1. Furthermore, we note that our model of mtDNA decay in bone does not account for a potential initial post-mortem phase of faster DNA decay, facilitated by nuclease activity rather than depurination [23,31,65]. With these caveats in place, table 1 shows our predicted half-lives, and average fragment lengths of mtDNA in bone at various temperatures.

Table 1. Predictions of decay rates (k) of mtDNA in bone at various temperatures (based on equation (3.3)). Estimates of mtDNA half-lives for three fragment lengths are indicated as well as the expected average read length (1/λ, harada λ is damage fraction) after 10 000 years. The decay rates do not account for the potential initial post-mortem phase of rapid DNA decay governed by nucleases. Still, the results indicate that under the right conditions of preservation, short fragments of DNA should be retrievable from very old bone (e.g. greater than 1 Myr). However, even under the best preservation conditions at −5°C, our model predicts that no intact bonds (average length = 1 bp) will remain in the DNA ‘strand’ after 6.8 Myr. This displays the extreme improbability of being able to amplify a 174 bp DNA fragment from an 80–85 Myr old Cretaceous bone [1].

(c) Variance in DNA preservation

Only 38.6 per cent (figure 3) of the variation in DNA preservation could be explained by the age of the fossils. Despite efforts to minimize variation (see §2), part of this variance can be ascribed to qPCR stochasticity. Results from qPCR repeats of 50 DNA extractions showed an average of 0.9 cycle shift in CT value (see the electronic supplementary material, table S5). In 36 of the 50 repeats, the two qPCRs deviated with less than one cycle, confirming the general consistency in the set-up. The 50 qPCR repeats spanned a total of 14.8 cycles in CT, implying that roughly 6 per cent (0.9/14.8) of the total variation in CT could be ascribed to qPCR stochasticity. This value is the procedurally introduced background noise in our estimated decay rate. Lastly, with regard to accuracy, it is possible that low-template aDNA extracts (typically with CT > 35) could include an amplification signal of template fragments forming as a result of incomplete extension (and where fragments eventually forming a full length product in latter PCR cycles). Such fragmentary chimaeric templates forming as a qPCR artefact might subtly impact our estimates of decay kinetics on the most poorly preserved bones.

The mean CT value for the Rosslea samples (39.6) was significantly higher than those from BHV (31.7 t-test, unequal variances, td.f.=8 = 4, səh = 0.004) and PV (34.1 t-test, unequal variances, td.f.=7 = 2.9, səh = 0.022). When converted to relative DNA copy numbers, PV fossils contained on average 19.6 per cent of the template molecules present in BHV fossils, and Rosslea contained just 0.3 per cent, corresponding to approximately 330 times fewer DNA templates. A ‘spike-in’ experiment showed that the poor DNA preservation at Rosslea did not result from PCR inhibition (see the electronic supplementary material, table S2). Whereas poorer DNA preservation at Rosslea may be explained by its greater age (figure 2), the difference between the largely contemporaneous PV and BHV sites is more intriguing. This difference was significant, not only when including data from the entire combined PV-BHV time frame (t-test, equal variances, td.f.=148 = 4.5, səh < 0.001), but also within the 1882 years of temporal overlap (915–2797 BP, n = 72). Eliminating age as a contributing factor, PV fossils still displayed significantly higher CT (i.e. poorer DNA preservation) than those from BHV (t-test, unequal variances, td.f.=72 = 3.8, səh < 0,001).

We tested whether these site-specific differences in DNA preservation could be explained by differing decay rates. After log-transformation, PV (R 2 = 0.359, ANOVAd.f.=102: F = 56.53, səh < 0.001) and Rosslea (R 2 = 0.749, ANOVAd.f.=7: F = 17.91, səh = 0.005) both displayed highly significant regressions, whereas the same decay signal was not supported for BHV (R 2 = 0.058, ANOVAd.f.=46, F = 2.79, səh = 0.10 figure 3). The average molecular half-lives for DNA in bones from PV and Rosslea were 506 years and 389 years, respectively. However, an analysis of covariance (based on standard error of difference between slopes) showed that the decay rate was not significantly higher at Rosslea than in PV (td.f.=107 = 0.92, səh = 0.36) or the whole dataset (td.f.=162 = 0.70, səh = 0.48). It was therefore justifiable to pool the data from the three sites to achieve an average DNA decay rate for DNA in a North Canterbury bone (figure 3). We could not detect an exponential decay process in the BHV material so the decay rate was not estimated for this site alone. Notably, whereas 74.9 per cent of the variance at Rosslea was explicable by geological age, only 5.8 per cent was explicable by age at BHV (figure 3). The discrepancy probably reflects differences in the periods of deposition at the sites (shorter at BHV), allowing geological age to dominate the relationship at Rosslea but not at BHV.

We then examined the effect of storage time. The difference in average CT between PV and BHV could be an effect of the seasonal water saturation at the PV site, but it could also be a storage effect, given that the material was collected from BHV in 2001, whereas most of the PV material had been at Canterbury Museum for more than 50 years (figure 2). However, we note that the DNA in bones from Rosslea was more degraded, despite the bones having been sampled shortly after excavation. Moreover, the range in CT (figure 2) was highest at BHV although the 47 bones from this site had identical storage times (7 years between excavation and sampling). A previous investigation showed that storage conditions can be a major contributor to variation in DNA preservation [50]. A multiple regression analysis showed that both variables (age and storage) had a significant effect (səh < 0.001 for both), but whereas in combination, they explained 45.2 per cent of the variation in DNA preservation, only 7.7 per cent of this could be ascribed solely to storage time. Therefore, in our experimental setup, the geological age of a sample was a far better predictor of its DNA preservation than storage time.

(d) Decay rates from Illumina data: mtDNA versus nuDNA

Illumina sequencing of two DNA extracts yielded 10.1 and 24.8 million reads, respectively. When filtered and mapped against a draft of the ostrich genome (see §2), the return was 3128 and 34 495 unique, non-duplicated reads (see the electronic supplementary material, table S6). These should represent endogenous fragmented moa DNA and hence suitable for calculations of DNA decay rates. It was first confirmed that the number of fragments declined exponentially with fragment lengths (see the electronic supplementary material, table S6 and figure S3), thereby conforming to the random fragmentation model [23]. The DNA decay rate (k) was calculated as 2.13 × 10 –5 and 2.71 × 10 –5 per site per year, for each sample, respectively (figure 4). The majority of DNA within most vertebrate cells is derived from the nucleus, thus it was a priori hypothesized that the majority of the mapped ‘shotgun’ reads would represent nuclear DNA fragments. If there is a difference between post-mortem DNA decay rates in the nuclear and mtDNA genomes, it could explain why the rate is four to five times faster than estimated from our qPCR data (5.5 × 10 –6 per site per year), which represent fragmentation of mtDNA.

To investigate this further, the shotgun sequences were then mapped against the moa (D. robustus) mitochondrial genome, returning 878 and 4032 reads, respectively. When the decay rate was calculated based only on these mtDNA sequences, it was found to be 2 and 2.5 times slower, respectively, than that estimated from the entire dataset (figure 4, electronic supplementary material, table S6). These numbers suggest that mtDNA degrades at a slower rate than nuDNA, consistent with observations reported in the study of Schwarz və b. [24]. This could perhaps be explained by the circular structure of mtDNA, making it less accessible to exonuclease activity.

The two decay rates of mtDNA measured from Illumina data appear slightly faster than the rate based on qPCR (figure 4). This could be sampling error because these are just two individual data points compared with the qPCR average of 158 samples. However, it could also be explained by the fact that the qPCR decay rate is based on differences in DNA preservation between bones that have all been in the ground for more than 600 years. This rate does not therefore incorporate the presumed faster DNA degradation occurring in the initial post-mortem phase. It has also been demonstrated that the library preparation for high-throughout sequencing may skew the fragment length distribution towards shorter average reads [66], and such bias could potentially explain the observed rate difference between our qPCR and HiSeq data. However, it is not clear whether such bias would affect only the average read length, or whether it could also alter the slope of the frequency distribution, which we use to estimate k. Further data are required to clarify these potential biases.

4. Concluding remarks

We have demonstrated that yerində DNA decay is described by first-order kinetics, confirming that long-term post-mortem DNA fragmentation can be treated as a dərəcəsi process. This closes the gap to theoretical in vitro observations made four decades earlier. We argue that equation (3.3) represents the best available approximation of the rate of mtDNA decay in fossil bone. Empirical data from a range of different depositional environments, also extending back into the Pleistocene, are now needed to further test and refine this model.

Importantly, we show how high-throughput sequencing data can be used to estimate DNA decay rates, and thus the vast amount of such data currently being generated worldwide may provide an excellent resource by which to study DNA decay. Factors such as bone thickness, burial depth, surrounding pH and water saturation can be tested and modelled in future research, whereas information on season of death, speed of cadaver incorporation into sediment and climatic fluctuations will probably be less accessible.

It is tempting to suggest that we can now predict the temporal limits of DNA survival, and finally refute the claims of authentic DNA from Cretaceous and Miocene specimens. This is, however, not straightforward. One needs information on the number of template molecules in living tissues, and estimates of post-mortem DNA decay rates for each tissue type. However, the half-life predictions (table 1) display the extreme improbability that an authentic 174 bp long mtDNA fragment of an 80–85 Myr old bone could have been amplified [1].

Our results indicate that short fragments of DNA could be present for a very long time at –5°C, the model predicts a half-life of 158 000 years for a 30 bp mtDNA fragment in bone (table 1). Even rough estimates such as this imply that sequenceable bone DNA fragments may still be present more than 1 Myr after deposition in deep frozen environments. It therefore seems reasonable to suggest that future research may identify authentic DNA that is significantly older than the current record of approximately 450–800 kyr from Greenlandic ice cores [47].


It specifically utilizes small linker molecules of DNA (to be inserted) and various primers capable of annealing with the linker DNA. This technique is extensively used for DNA sequencing and foot-printing.

This technique is used for the detection of CpG islands in the genome. In Methylation-specific PCR, DNA is treated with sodium bisulfate, which converts the unmethylated cytosine base into uracil, which is identified/recognized by the PCR primer thymine bases. Two different PCR sets are carried out on the altered DNA using identical primer sets except for the primers’ CpG islands. The primer sets recognize the cytosine bases and other sets of primers recognize the uracil to amplify the unmethylated DNA. Q-PCR can also be performed to know the quantitative information regarding methylation.


Microbial Resources for Global Sustainability

Jim Philp , Ronald Atlas , in Microbial Resources , 2017

Another extremely important attribute is the fortuitous positive and negative selection system based on URA3 , a gene on chromosome 5 in Saccharomyces. It encodes orotidine-5’phosphate decarboxylase, required for the biosynthesis of uracil. Positive selection is carried out by auxotrophic complementation of ura3 mutations, whereas highly discriminating negative selection is based on the specific inhibitor 5-fluoro-orotic acid (5-FOA) that prevents growth of the prototrophic strains but allows growth of the ura3 mutantlar. This works because 5-FOA appears to be converted to the toxic compound 5-fluorouracil by the action of decarboxylase. In other words, cells transformed with plasmids that contain the wild-type genes and a ura marker can be isolated by selecting for growth without uracil, and plasmid-free cells can be recovered by growth with 5-FOA ( Forsburg, 2001 ). Because of this negative selection and its small size, URA3 is the most widely used yeast marker in yeast vectors, freeing strain engineering from the need for antibiotic resistance markers.


Cell biology module 2

The twisting nature of DNA creates nonparallel strands.

The 5' to 3' direction of one strand runs counter to the 5' to 3' direction of the other strand.

Base pairings create unequal spacing between the two DNA strands.

One strand is positively charged and the other is negatively charged.

DNA passed from the heat-killed strain to the living strain.

Protein passed from the heat-killed strain to the living strain.

The phosphorescence in the living strain is especially bright.

Descendants of the living cells are also phosphorescent.

the protein coat from pathogenic cells was able to transform nonpathogenic cells.

heat-killed pathogenic cells caused pneumonia.

some substance from pathogenic cells was transferred to nonpathogenic cells, making them pathogenic.

the polysaccharide coat of bacteria caused pneumonia.

The 3' > 5' direction on the leading strand and the 5' > 3' direction on the lagging strand.

In the 5' > 3' direction on both DNA strands.

The direction differs depending on the genes being duplicated.

Independently replicating segment.

One of the daughter cells, but not the other, would have radioactive DNA.

Neither of the two daughter cells would be radioactive.

All four bases of the DNA would be radioactive.

Radioactive adenine would pair with nonradioactive guanine.

No proofreading will occur.

No replication fork will be formed.

DNA replication will not be affected at all.

Replication will occur via RNA polymerase alone.

The evolution of telomerase enzyme

DNA polymerase that cannot replicate the leading strand template to its 5' end

Gaps left at the 5' end of the lagging strand

Gaps left at the 3' end of the lagging strand because of the need for a primer

DNA primers are degraded by ligase.

DNA topoisomerases make endonucleolytic cuts in DNA.

RNA primers are removed by primase.

3' RNA nucleotides, DNA nucleotides 5'

5' RNA nucleotides, DNA nucleotides 3'

DNA polymerase I, DNA polymerase III

the nucleoside triphosphates have the sugar deoxyribose ATP has the sugar ribose.

the nucleoside triphosphates have two phosphate groups ATP has three phosphate groups.

ATP contains three high-energy bonds the nucleoside triphosphates have two.

ATP is found only in human cells the nucleoside triphosphates are found in all animal and plant cells.

the leading strand is synthesized in the same direction as the movement of the replication fork, and the lagging strand is synthesized in the opposite direction.

the leading strand is synthesized by adding nucleotides to the 3' end of the growing strand, and the lagging strand is synthesized by adding nucleotides to the 5' end.

the lagging strand is synthesized continuously, whereas the leading strand is synthesized in short fragments that are ultimately stitched together.

Specific enzymes control the size of the DNA opening.

Lagging-strand binding proteins inhibit leading-strand replication if the strands become disproportionate in size.

DNA Polymerase works as a dimer, and the looped lagging strand allows the enzyme to proceed in the same direction with each strand.

Complementary base-pairing occurs between pyrimidine and purine bases.

The amount of thymine closely approximates that of guanine within a particular organism.

Each nucleotide within a DNA is separated by about 0.34 nm

Relieving strain in the DNA ahead of the replication fork

Elongating new DNA at a replication fork by adding nucleotides to the existing chain

Adding methyl groups to bases of DNA

Unwinding of the double helix

There is no radioactive isotope of nitrogen.

Radioactive nitrogen has a half-life of 100,000 years, and the material would be too dangerous for too long.

Avery et al. have already concluded that this experiment showed inconclusive results.

Although there are more nitrogens in a nucleotide, labeled phosphates actually have 16 extra neutrons therefore, they are more radioactive.

It synthesizes RNA nucleotides to make a primer.

It catalyzes the lengthening of telomeres.

It joins Okazaki fragments together.

It unwinds the parental double helix.

amino to carboxyl terminus

binds tightly to a region of DNA thousands of base pairs away from the DNA to be transcribed.

can synthesize RNA chains de novo (without a primer).

has a subunit called λ (lambda), which acts as a proofreading ribonuclease.

separates DNA strands throughout a long region of DNA (up to thousands of base pairs), then copies one of them.

Core enzyme selectively binds promoter regions, but cannot initiate synthesis without a sigma factor.

RNA polymerase holoenzyme has several subunits.

RNA produced by this enzyme will be completely complementary to the DNA template.

The enzyme adds nucleotides to the 3' end of the growing RNA chain.

associates with the promoter before binding to the core enzyme.

combines with the core enzyme to confer specific binding to a promoter.

is inseparable from the core enzyme.

is required for termination of an RNA chain.

attachment of a long poly(A) sequence at the 3' end.

conversion of normal bases to modified bases, such as inosine and pseudouridine.

excision of intervening sequences (introns).

A gene from an organism can theoretically be expressed by any other organism.

All organisms have experienced convergent evolution.

DNA was the first genetic material.

The same codons in different organisms translate into the different amino acids.

a shift in the ratio of mRNA produced from two adjacent genes.

attachment of the poly(A) tail to the 5' end of an mRNA.

inversion of certain exons in the final mRNA.

the production of the same protein from two different genes.

increase in glucose and increase in cAMP

decrease in glucose and increase in cAMP

increase in glucose and decrease in cAMP

decrease in glucose and increase in repressor

the cyclic AMP levels are low.

there is glucose but no lactose in the cell.

the cyclic AMP and lactose levels are both high within the cell.

elongation of the polypeptide

base pairing of activated methionine-tRNA to AUG of the messenger RNA

binding of the larger ribosomal subunit to smaller ribosomal subunits

covalent bonding between the first two amino acids

a deletion of two nucleotides

a substitution of the third nucleotide in an ACC codon

a substitution of the first nucleotide of a GGG codon

5' → 3' along the template strand

3' → 5' along the non-template strand

5' → 3' along the non-template strand

7-methylcytosine joined to the mRNA via a 2',3'-cyclic linkage.

7-methylguanosine joined to the mRNA via a 5' → 3' diphosphate linkage.

7-methylguanosine joined to the mRNA via a 5' → 5' triphosphate linkage.

N6-methyladenosine joined to the mRNA via a 5' → 5' phosphodiester bond.

These enzymes have editing/proofreading capability.

The enzymes attaches an amino acid to the 3' end of a tRNA.

The enzyme splits ATP to AMP + PPi.

The enzyme will use any tRNA species, but is highly specific for a given amino acid.

Denature DNA into single strands

Incorporate into newly replicated DNA strands and terminate their synthesis

Direct selection possible.

The recombinant cell dangerous.

The recombinant cell unable to survive.

to facilitate transfer of the cDNA into the E. coli cells.

to provide a promoter for the transcription of the cDNA in E. coli.

to facilitate gene expression

to facilitate purification of the expressed protein though binding to an affinity column containing chelated nickel.

The product can be administered by infecting a person with the recombinant bacteria.

A gene cloned from mice, rather than from humans can be used.

The bacterial protein has a different amino acid sequence that is more effective.

Larger quantities are available.

It will cut this sequence only in bacteriophage DNA.

It leaves sticky ends of sequence CTTA.

It will cut this sequence only in bacterial DNA.

It leaves sticky ends of sequence GAAT.

removing all the nuclear DNA from a human egg

combining a plasmid and genomic DNA cut with the same restriction enzyme

cutting the plasmid with a restriction enzyme

generating a small fragment of human genomic DNA

DNA that has been amplified by PCR

any DNA that has been removed from a cell

DNA that has been cut with a restriction enzyme

a bacterial plasmid combined with a human gene

any cell that contains recombinant DNA

a protein produced by a recombinant bacterium

an exact copy of a DNA, cell or organism

any animal that contains recombinant DNA

A normal human egg has its nucleus removed and then is fused with a somatic (non-egg or sperm related) cell.

genetically altered embryo is implanted into a recipient mother.

genes active within tissues are identified using a complementary DNA probe.

A hybrid vector is placed into a host cell.

is the offspring of a clone.

has been amplified by PCR.

has had all its chromosomes removed.

Sheep will produce recombinant protein that is chemically more similar to humans.

No cloning or recombinant DNA manipulation is required.

Sheep organs producing factor IX can be transplanted directly into hemophiliacs.

The sheep do not secrete the protein, so not as much is lost.

1. The primers hybridize to the target DNA.

2. The mixture is heated to a high temperature to denature the double-stranded target DNA.

3. Fresh DNA polymerase is added to the reaction mixture.

4. DNA polymerase extends the primers to make a copy of the target DNA.

2. An embryo was implanted into a "surrogate mother".

3. All nuclear DNA was removed from a sperm.

4. A cell was taken from an adult sheep.

2. An embryo was implanted into a "surrogate mother".

3. All nuclear DNA was removed from a sperm.

4. A cell was taken from an adult sheep.

Somatic cells will fuse only with egg cells.

Egg chromosomes are required for embryonic development.

Egg proteins are required for embryonic development.

Surrogate mother animals will develop only embryos derived from their own eggs.

Bacteria that contain the plasmid, but not the eukaryotic gene, would grow

in the nutrient broth plus ampicillin, but not in the broth containing tetracycline.

only in the broth containing both antibiotics.

in the broth containing tetracycline, but not in the broth containing ampicillin.

in all four types of broth.

the nutrient broth and the tetracycline broth only.

the nutrient broth, the ampicillin broth, and the tetracycline broth.

double-stranded DNA, four kinds of dNTPs, primers, origins

topoisomerases, telomerases, polymerases

G-C rich regions, polymerases, chromosome nicks

nucleosome loosening, four dNTPs, four rNTPs

DNA, nucleotide, gene, genome, chromosome

nucleotide, DNA, gene, chromosome, genome

DNA, nucleotide, gene, chromosome, genome

nucleotide, DNA, gene, genome, chromosome

male germ cells that give rise to gametes

skin cells from a 80-year-old individual

skin cells from a 15-year-old individual

a nerve cell from a 60-year-old individual

both circular and found in a nucleoid.

polymerization of nucleotides

to work as a sliding clamp

to synthesize RNA primers

Only found in DNA, not in RNA

Always paired with a specific pyrimidine

Include adenine and guanine

Rapidly dividing bacteria

The bacteria would be unable to produce necessary enzymes to carry out basic metabolism.

The tRNA would be unable to carry out transcription.

Ribosomes will not be able to produce mRNA and cell functions will halt.

Introns would remain in the mature mRNA.

Exons would be missing in the mature mRNA.

Transcription would cease.

A functional protein would still be produced.

an assembled ribosome with a polypeptide attached to the tRNA in the P site

separated ribosomal subunits, a polypeptide, and free tRNA

an assembled ribosome with a separated polypeptide

separated ribosomal subunits with a polypeptide attached to the tRNA

The poly A tail is required for the proper entry of mRNA into the nucleus.

The poly A tail serves as a termination sequence for RNA polymerase III.

The poly A tail increases mRNA stability in eukaryotes.

binding of ribosomes to mRNA.

shape of the A and P sites of ribosomes.

bonding of the anticodon to the codon.

attachment of amino acids to tRNAs.

a unit of heredity that causes formation of a phenotypic characteristic

a DNA subunit that codes for a single complete protein

a DNA sequence that is expressed to form a functional product: either RNA or polypeptide

a DNA—RNA sequence combination that results in an enzymatic product

Has a bottom hairpin loop with an anticodon

An anticodon is complementary to a codon

Contains a binding site for an amino acid

The initiator tRNA that binds to the P site has the anticodon UAC

cDNA libraries are easy to make.

cDNA libraries utilize genomic DNA, which is easy to obtain.

cDNA lacks introns and reflects all the genes expressed by a particular tissue or organism.

to attach the DNA fragments to a permanent substrate

to separate the two complementary DNA strands

to transfer only the DNA that is of interest

to prepare the DNA for digestion with restriction enzymes

Larger fragments move slowly and remain closer to the wells

DNA has an overall negative charge and moves to the positive pole

DNA fragments are stained with fluorescent dye ethidium bromide to see them

An electric current through the gel causes DNA fragments to migrate

origin of replication only

centromeres and telomeres only

The process is known as transformation when a viral vector is used.

The process is known as transfection when a plasmid vector is used.

The cell is treated with agents that render it impermeable to the plasmid.

it is heat stable and can withstand the temperature changes of the cycler.

only minute amounts are needed for each cycle of PCR.

it binds more readily than other polymerases to primer.

it has regions that are complementary to primers.

Can detect activity of specific genes

Northern blotting is a method use to detect mRNA.

Transient Transfection- DNA fragments are incorporated into host cell but not permanently into the genome

Stable Transfection - DNA fragments are permanently incorporated into the host cells.

Leading Strand - The strand of DNA that is continuously transcribed from the replication fork

Lagging Strand - The strand of DNA that must be transcribed in fragments so it can be done in the 5' to 3' direction

Watson-Clark Base - Are the base pairs in DNA A-T and C-G

Wobble base pairs - is the pairing between mRNA condon and tRNA anticodon, can be atypical at the wobble position

Peptidyl Transferase - is in the nascent polypeptide chain, causes tRNA to release amino acid and link it to the previous amino acid for chain growth


Find out how CleanCap ® technology reduces cost while increasing efficiency.

CleanCap ® mRNA for rapid vaccine development and top-tier oligos to power diagnostic kits

About TriLink BioTechnologies

TriLink BioTechnologies, part of Maravai LifeSciences, is a CDMO helping life science leaders and innovators overcome challenges in the synthesis and scale-up of nucleic acids, NTPs and mRNA capping analogs with scale-up expertise and unique mRNA production capabilities, including its proprietary CleanCap ® mRNA capping technology. TriLink continues to expand its cGMP and general mRNA, oligonucleotide & plasmid manufacturing capacity at its new global headquarters to support therapeutic, vaccine and diagnostic customers.


What is the half-life of dNTPs at 95 °C? - Biologiya

Problem #1: The half-life of Zn-71 is 2.4 minutes. If one had 100.0 g at the beginning, how many grams would be left after 7.2 minutes has elapsed?

7.2 / 2.4 = 3 half-lives

(1/2) 3 = 0.125 (the amount remaining after 3 half-lives)

100.0 g x 0.125 = 12.5 g remaining

Problem #2: Pd-100 has a half-life of 3.6 days. If one had 6.02 x 10 23 atoms at the start, how many atoms would be present after 20.0 days?

20.0 / 3.6 = 5.56 half-lives

(1/2) 5.56 = 0.0213 (the decimal fraction remaining after 5.56 half-lives)

(6.02 x 10 23 ) (0.0213) = 1.28 x 10 22 atoms remain

Problem #3: Os-182 has a half-life of 21.5 hours. How many grams of a 10.0 gram sample would have decayed after exactly three half-lives?

(1/2) 3 = 0.125 (the amount remaining after 3 half-lives)

10.0 g x 0.125 = 1.25 g remain

10.0 g − 1.25 g = 8.75 g have decayed

Note that the length of the half-life played no role in this calculation. In addition, note that the question asked for the amount that decayed, not the amount that remaning.

Problem #4: After 24.0 days, 2.00 milligrams of an original 128.0 milligram sample remain. What is the half-life of the sample?

The decimal fraction remaining:

2) How many half-lives must have elaspsed to get to 0.015625 remaining?

(1/2) n = 0.015625

n log 0.5 = log 0.015625

n = log 0.5 / log 0.015625

n = 6

Problem #5: A radioactive isotope decayed to 17/32 of its original mass after 60 minutes. Find the half-life of this radioisotope.

17/32 = 0.53125 (this is the decimal amount that remains)

(1/2) n = 0.53125

n log 0.5 = log 0.53125

n = 0.91254 (this is how many half-lives have elapsed)

60 min / 0.91254 = 65.75 min

n = 66 min (to two sig figs)

Problem #6: How long will it take for a 40.0 gram sample of I-131 (half-life = 8.040 days) to decay to 1/100 its original mass?

(1/2) n = 0.01

n log 0.5 = log 0.01

n = 6.64

6.64 x 8.040 days = 53.4 days

Problem #7: Fermium-253 has a half-life of 0.334 seconds. A radioactive sample is considered to be completely decayed after 10 half-lives. How much time will elapse for this sample to be considered gone?

Problem #8: At time zero, there are 10.0 grams of W-187. If the half-life is 23.9 hours, how much will be present at the end of one day? Two days? Seven days?

24.0 hr / 23.9 hr/half-life = 1.0042 half-lives

One day = one half-life (1/2) 1.0042 = 0.4985465 remaining = 4.98 g

Two days = two half-lives (1/2) 2.0084 = 0.2485486 remaining = 2.48 g

Seven days = 7 half-lives (1/2) 7.0294 = 0.0076549 remaining = 0.0765 g

Problem #9: 100.0 grams of an isotope with a half-life of 36.0 hours is present at time zero. How much time will have elapsed when 5.00 grams remains?

5.00 / 100.0 = 0.05 (decimal fraction remaining)

(1/2) n = 0.05

n log 0.5 = log 0.05

n = 4.32 half-lives

36.0 hours x 4.32 = 155.6 hours

Problem #10: How much time will be required for a sample of H-3 to lose 75% of its radioactivity? The half-life of tritium is 12.26 years.

If you lose 75%, then 25% remains. Use 0.25 rather than 25%.

(1/2) n = 0.25

n = 2 (remember (1/2) 2 = 1/4 and 1/4 = 0.25)

12.26 x 2 = 24.52 years

Comment: the more general explanation follows:

(1/2) n = 0.25

n log 0.5 = log 0.25

n = log 0.25 / log 0.5

n = 2



Şərhlər:

  1. Odhert

    Buna şübhəm yoxdur.

  2. Atwood

    Demək istəyirəm ki, səhvə icazə verirsiniz. Müzakirə edəcəyik.

  3. Fairfax

    Müdaxilə üçün üzr istəyirəm ... bu vəziyyətlə tanışam. Sizi bir müzakirəyə dəvət edirəm.

  4. Mikagor

    Suallarınızla sayt tapın.



Mesaj yazmaq