Məlumat

Niyə bakteriyalar inisiator tRNT-də formilləşdirilmiş metionindən istifadə edir, eukariotlar isə istifadə etmir?

Niyə bakteriyalar inisiator tRNT-də formilləşdirilmiş metionindən istifadə edir, eukariotlar isə istifadə etmir?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Kimsə bakteriyalarda bu xüsusiyyətin təkamülü ilə bağlı izahat verə bilərmi? Hər hansı bir üstünlük verirmi?

O, həmçinin bəzi eukariotların toxunulmazlıq reseptorları tərəfindən bakteriyaların tanınması üçün istifadə olunur.

Ədəbiyyatda mən yalnız zülalın parçalanması üçün siqnalın mümkün rolunu təklif edən bir kağız tapa bildim.


Xülasə

Sual, zülal sintezinin başlanğıc metioninin (Met) formalaşmasının, zülalın deqradasiyasının tənzimlənməsinə imkan vermək kimi tərcümə ilə əlaqəli olmayan bəzi məqsədlər üçün nisbətən gec təkamül inkişafı olduğunu ifadə edən şərtlərlə qoyulur.

Cavabım tamamilə fərqli bir fikrə malikdir ki, bu, müəyyən bir kodonda - AUG-də başlanğıc üçün sistemin bir hissəsi kimi yaranan tərcümədə erkən təkamül inkişafı idi. Zaman keçdikcə başlanğıc sistemi daha təkmilləşdi, başlanğıcın spesifikliyi daha çox ayrıca Met-qəbul edən tRNT-də yerləşdi.f uzanan Met-qəbul edən tRNT-dən fərqli bir quruluşa sahib olmaq üçün təkamül etdim onu sonuncu və digər uzanan tRNT-lərdən ayırmağa imkan verir.

Hesab edirəm ki, eukariotlara və arxeylərə gedən xəttdə sonradan Met-tRNT-ni formalaşdırmaq qabiliyyətinin itirilməsi ilə nəticələnən mutasiya baş verib.f, lakin bu mutasiyaya malik olan fərdlər həyat qabiliyyətli idilər, çünki inisiasiya diskriminasiya üçün formilasiyadan asılı olmağı dayandırmışdı.

Tərcümənin başlanması üçün müasir sistemlər

Başqa bir suala cavab vermək üçün aşağıdakı diaqramı qurdum, lakin bu, müasir eukariotlarda və prokaryotlarda zülal sintezinin başlamasının bəzi ümumi xüsusiyyətlərini göstərir. (Tərcümə haqqında ətraflı məlumat istəyən oxucu standart dərsliklərə, məsələn, Berq kitabının 29-cu fəslinə yönəldilir. və b.)

The ümumi eukariotlarda və prokaryotlarda başlanğıcın xüsusiyyətləri bunlardır:
1. Zülalda ilk amin turşusunu daxil etmək üçün AUG-ni tanıyan antikodon ilə Met-qəbul edən tRNT-nin istifadəsi.
2. Bu tRNT, burada tRNT təyin edilmişdirf (lakin eyni zamanda təyin olunmuş tRNTi) uzanma zamanı zülalın digər nöqtələrinə Met daxil etmək üçün istifadə edilən Met qəbul edən tRNT-dən fərqlidir.
3. (f) Met- tRNAf uzanma tRNT-ni bağlayan faktor (diaqramda E-TBF) ilə deyil, başlanğıc tRNT-ni bağlayan faktor (diaqramda I-TBF - qeyri-standart abbreviatura) ilə tanınır.
4. (f) Met- tRNAf uzadıcı-tRNA-ların bağlandığı A sahəsinə deyil, ribosomun P yerinə (əks halda artan peptidil-tRNT tərəfindən işğal edilir) çatdırılır.
5. Bir çox hallarda N-terminal Met tərcümədən sonra proteoliz yolu ilə çıxarılır.

Başlamanın xüsusiyyətləri fərqli eukariotlar və prokaryotlar arasında:
1. Eubakteriyalarda, mitoxondrilərdə və xloroplastlarda başlanğıc amin turşusu N-formil-metionin (fMet), eukariotlarda və arxeylərdə olduğu kimi metionindən daha çox.
2. İnisiasiya üçün xüsusi AUG kodonunun seçilməsi hər iki halda fərqlidir. Eubakteriyalarda və arxeyalarda 16S rRNT polipurin, Shine və Dalgarno ardıcıllığına bağlanır; eukariotlarda normal metod kiçik ribosomal alt bölmənin kompleksini və mRNT-nin 5′ ucundan Met-tRNT-nin 'skan edilməsini' əhatə edir (ikinci strukturu əvvəlcə açılmışdır.

Arqument

Formilləşmənin funksiyası ilə bağlı sual təkamül baxımından qoyulduğundan və fMet-tRNA zülal sintezinin başlanmasında iştirak etdiyindən, qaçılmaz olaraq nə qədər spekulyativ olsa da, bu sonuncu prosesin təkamülünü nəzərdən keçirmək doğru görünür. Aşağıdakı formula mənim özümə aiddir, baxmayaraq ki, bu sahədə pravoslavlığı təmsil etdiyindən şübhələnirəm. Bu, əlbəttə ki, edir yox mütləq doğru olduğunu bildirir.

  1. Çox güman ki, tərcümədə başlanğıc və dayanma üçün siqnallar yox idi (və yəqin ki, zülalın başlama faktorları). Mən işin dayandırılması ilə məşğul olmayacağam, bunun yəqin ki, daha asan problem olduğunu söyləməkdən başqa, lakin başlamaq üçün iki yeni funksiyanın tətbiqi tələb olunur:
    (i) Hər hansı səbəbdən mövcud amin turşularından birinə, metioninə uyğun gələn AUG† xüsusi başlanğıc kodonunun təyini.
    (ii) Nəzərə alsaq ki, bu başlanğıc kodonu Met-in daxildə birləşdirilməsinə də xidmət edirdi, başlanğıc üçün xüsusi bir AUG seçmək üçün sistemin hazırlanması. Aşağıdakı arqumentlər bundan asılı olmasa da, (i)-dən (ii) əvvəl olduğunu güman etmək daha sadə görünür və mən bunu fərz edəcəyəm.

  2. Müasir inisiasiyada (f)Met-tRNA-lar üçün başlanğıc və uzanma faktorları arasında rəqabət problemi Met qəbul edən iki ayrı tRNT-nin təkamülü ilə həll edilmişdir - biri başlanğıc üçün, digəri isə uzanma üçün. Bunlar müəyyən struktur xüsusiyyətlərini bölüşürlər - onların amin asilləşməsi eyni amin asil-tRNA sintetaza tərəfindən kataliz edilir - lakin onları ribosomda müvafiq P və ya A sahəsinə gətirən zülal sintezi amilləri ilə tanınması ilə fərqlənirlər. Met-tRNA-nın formalaşdırılmasının olmamasına baxmayaraqf eukariotlarda eubakterial tRNT ilə struktur oxşarlığıf ilə metilləşdirilə bilər E. coli transformylaza (burada nəzərdən keçirilir). Bununla belə, mən təsəvvür edirəm ki, bu struktur olaraq fərqli tRNT-nin, zülal sintezi faktorları kimi təkamülə keçməsi zaman aldı.

Mənim arqumentim budur ki, Met-tRNA-nın formalaşdırılması təşəbbüskar və uzadıcı Met-tRNA-lar arasında ilkin ayrı-seçkiliyin əsasını təşkil etmişdir., və bu, tRNT-lərin ayrılmasına səbəb olan gen təkrarlanmasından əvvəl də yarana bilərdi.

  1. Niyə fMet-tRNA üstünlüklə P sahəsinə, Met-tRNA isə A sahəsinə bağlanır? A yerində bağlanan amin asil tRNA-ların hamısı peptidil transferaza mərkəzində peptidin A sahəsindəki peptidil-tRNT-də tRNT ilə əlaqəsinə hücum edən sərbəst α-amino qrupuna malikdir. Peptidil-tRNT-də təbii ki, belə bir sərbəst α-amin qrupu yoxdur. Bu baxımdan fMet-tRNT bloklanmış α-amin qrupu ilə peptidil-tRNA-ya bənzəyir (görmək aşağıdakı diaqram). P sahəsindəki struktur fərqlərinin Met-tRNA-nın bağlanmasına necə mane ola biləcəyini, lakin fMet-tRNA-nın bağlanmasına imkan verdiyini təsəvvür etmək olar. Və təbii ki, fMet-tRNA A yerində bağlanarsa reaksiya verə bilməyəcək, bu da onun bağlanmasına mane olan struktur xüsusiyyətlərinə malik ola bilər.

  1. Sonradan ayrı-seçkilik genlərin təkrarlanması və struktur olaraq fərqli tRNT-nin təkamülü ilə böyüdüsəf, formilləşdirmə ehtiyacı azalacaq və onun eukaryotlarda sonrakı itkisinin heç bir mənfi təsiri olmaya biləcəyini və ya asanlıqla uyğunlaşa biləcəyini düşünmək olar.

  2. Sual yaranır ki, transformilazı olmayan canlı mutantlar əldə etmək mümkün olsa da, eubakteriyalarda niyə formilləşmə davam edir. Sualda istinad edilən əsərin ünvanlandığı budur. Piatkovun 2015-ci il məqaləsi var və b. bunu deməyə əsas verir N-terminal fMet bir deqradasiya sistemi ola bilər E. coli. Ehtimal ki, bu, zülal dövriyyəsini tənzimləmək üçün digər sistemləri inkişaf etdirən eukaryotlara və arxelərə aparan xəttin ayrılmasından sonra yaranmışdır.

  3. Bununla belə, mən təklif edərdim ki, yuxarıda deyilənlərin doğru olduğunu fərz etsək, bu, ilkin görünüşünün səbəbi deyil, eubakteriyalarda Metin formalaşmasının davamlılığının izahıdır.

Yekun qeydlər

Hal-hazırda bilirəm yox arqumentlərimi sübut edən və fMet-tRNA-nın təkamül səbəbi ilə bağlı proteoliz ideyasını rədd edən inandırıcı dəlil. Bu, erkən təkamüllə bağlı fikirlərin problemidir. Burada proteolizdə rolun təklifinin yalnız bu yaxınlarda ortaya çıxması və bunun 50 il əvvəl olduğu "qaynar" sahə olmadığı faktları ilə mürəkkəbləşir.

Buna baxmayaraq, metioninin formilasiyası kimi xüsusiyyəti özündə birləşdirən zülal sintezi qədər vacib və həssas bir sistemi təsəvvür etməkdə çətinlik çəkirəm, əgər o, yalnız ikinci dərəcəli funksiyaya malik idi. Bu halda formalaşdırmaq daha asan görünür N-Tərcümə sonrası zülalların sonları, digərləri kimi N-asetilizasiya kimi terminal dəyişiklikləri. Bundan əlavə, eubakteriyalardan əldə edilən mitoxondrilərin hələ də fMet-dən istifadə etməsinin tapılması zülal dövriyyəsinə nəzarət etmək çətin ola bilər, çünki mitoxondrial zülalların böyük əksəriyyəti sitoplazmada çevrilir və fMet yoxdur.

† Qeyd

Mən bilirəm ki, bakteriyalarda, xüsusən də GUG başda olmaqla, digər mümkün başlanğıc kodonları var, baxmayaraq ki, başlanğıc amin turşusu həmişə (f)Metdir. (Bu, müasir inisiasiyada tRNT strukturunun əhəmiyyətini təsdiqləyir.) Arqumentdə AUG-ə istinad etmək daha sadədir.


Protein sintezinin başlanması

  • tərcümə ediləcək mRNT
  • iki ribosomal alt bölmə (kiçik və böyük alt bölmələr)
  • mRNT-də (GTP) ilk kodon tərəfindən təyin olunan aminoasil-tRNA proses üçün enerji təmin edir &ndash eukariotlar da adenozin trifosfat tələb edir!
  • Bu başlanğıc kompleksinin yığılmasına imkan verən başlanğıc amilləri - prokariotlarda 3 başlanğıc faktoru məlumdur (IF-1, IF-2 və IF-3), eukariotlarda isə eIF prefiksi ilə təyin olunan ondan çox amil var.
  1. Shine-Dalgarno (SD) ardıcıllığı - Escherichia coli-də Shine-Dalgarno ardıcıllığı kimi tanınan purin nukleotid əsaslarının yüksək faizinə malik ardıcıllıq müşahidə olunur. Bu bölgə mRNT molekulunun 5 rsquo ucuna yaxın, başlanğıc kodondan 6-10 əsas yuxarıda yerləşir. Kiçik ribosomal alt bölmənin 16S rRNA komponenti 3-cü ucuna yaxın SD ardıcıllığına tamamlayıcıya malikdir. Beləliklə, iki tamamlayıcı ardıcıllıq birləşə bilər ki, bu da mRNT-də 30S ribosomal subunitinin başlanğıc kodonunun yaxınlığında yerləşdirilməsini asanlaşdırır. Eukariotlarda SD ardıcıllığı olmadığı üçün mexanizm bir qədər fərqlidir. Eukariotlarda eIF-4 başlanğıc faktorlarının köməyi ilə 40S ribosomal alt bölməsi mRNT-nin 5 ucunda &ldqucap strukturu&rdquo adlanan struktura yaxın birləşir və sonra başlanğıc kodonu tapana qədər messenger RNT ardıcıllığı ilə aşağı hərəkət edir. Lakin bu proses ATP-dən enerji tələb edir.
  2. Başlanğıc kodonu (AUG) - Təşəbbüs edən AUG üçlüyü xüsusi başlatıcı tRNA tərəfindən tanınır. Prokaryotlarda bu hadisəyə IF-2-GTP, eukariotlarda isə eIF-2-GTP və əlavə eİF-lər kömək edir. Yüklənmiş başlanğıc daşıyıcı RNT kiçik ribosomal alt bölmənin P sahəsinə yaxınlaşır. Bakteriyalarda (və mitoxondriyada) metionin təşəbbüskar tRNT-yə, sonra karbon donoru kimi N10-formil tetrahidrofolatdan istifadə edən transformilaz fermenti tərəfindən bir formil qrupu əlavə edilir və nəhayət, N-formilləşdirilmiş metionin təşəbbüskara bağlanır. tRNT. Müqayisə üçün qeyd edək ki, eukariotlarda təşəbbüskar nəqliyyat RNT formilləşdirilməmiş metionini birləşdirir. Hər iki hüceyrə növündə 5-ci ucuna bağlanmış bu N-terminal metionin tərcümənin bitməsindən əvvəl çıxarılır. İnisiasiyanın son pilləsində böyük ribosomal subunit indiyə qədər əmələ gələn kompleksə qoşulur və beləliklə tam funksional ribosom əmələ gəlir. Bu kompleksin P yerində yüklü başlanğıc tRNT, A sahəsi isə boşdur. Bu zülal sintezi mərhələsi zamanı (e)İF-2-də GTP daxilində enerji istifadə olunur ki, bu da ÜDM-ə hidroliz olur. (e)IF-2-GDP-nin yenidən aktivləşdirilməsi A guanin nukleotid mübadiləsi faktoru ilə asanlaşdırılır.

Biokimya. 5-ci nəşr.

Eukariotlarda və arxeylərdə zülal sintezinin əsas planı bakteriyalardakına bənzəyir. Əsas struktur və mexaniki mövzular həyatın bütün sahələrində təkrarlanır. Bununla birlikdə, eukaryotik zülal sintezi prokaryotik zülal sintezindən daha çox protein komponentlərini ehtiva edir və bəzi mərhələlər daha mürəkkəbdir. Bəzi diqqətəlayiq oxşarlıqlar və fərqlər aşağıdakılardır:

Ribosomlar. Eukaryotik ribosomlar daha böyükdür. Onlar prokaryotik 70S ribosomu üçün 2700 kd ilə müqayisədə 4200 kd kütləsi olan 80S hissəciyi yaratmaq üçün bir araya gələn 60S böyük və 40S kiçik alt bölmədən ibarətdir. 40S alt bölməsində prokaryotik 16S RNT ilə homolog olan 18S RNT var. 60S alt bölməsində üç RNT var: 5S və 28S RNT prokaryotik 5S və 23S molekullarının analoqlarıdır, onun 5.8S RNT eukariotlara xasdır.

Təşəbbüskar tRNA. Eukariotlarda başlanğıc amin turşusu deyil, metionindir N-formilmetionin. Lakin prokariotlarda olduğu kimi inisiasiyada xüsusi tRNT iştirak edir. Bu aminoasil-tRNA Met-tRNA adlanıri və ya Met-tRNAf ('x0201ci” alt simvolu başlanğıc deməkdir və 𠇏” onun in vitro formalaşdırıla biləcəyini göstərir).

Təşəbbüs. Eukariotlarda başlanğıc kodon həmişə AUG-dir. Eukariotlar, prokariotlardan fərqli olaraq, təşəbbüskar AUG-ləri daxili olanlardan fərqləndirmək üçün 5-ci tərəfdə xüsusi purinlə zəngin ardıcıllıqdan istifadə etmirlər. Bunun əvəzinə mRNT-nin 5-ci sonuna ən yaxın AUG adətən başlanğıc yeri olaraq seçilir. 40S ribosomu eukaryotik mRNT-nin 5-ci ucunda qapağa yapışır (Bölmə 28.3.1) və 3-cü istiqamətdə addım-addım hərəkət edərək AUG kodonunu axtarır (Şəkil 29.33). Eukaryotik zülal sintezindəki bu tarama prosesi ATP-ni hidroliz edən helikazlar tərəfindən təmin edilir. Met-tRNA-nın antikodonunun cütləşməsii mRNT-nin AUG kodonu ilə hədəfin tapıldığını bildirir. Demək olar ki, bütün hallarda eukaryotik mRNT-nin yalnız bir başlanğıc yeri var və buna görə də tək bir zülal üçün şablondur. Əksinə, prokaryotik mRNT çoxlu Shine-Dalgarno ardıcıllığına və deməli, başlanğıc yerlərinə malik ola bilər və bir neçə zülalın sintezi üçün şablon kimi xidmət edə bilər. Eukaryotlar prokaryotlardan daha çox başlanğıc faktorlarından istifadə edir və onların qarşılıqlı təsiri daha mürəkkəbdir. Prefiks eIF eukaryotik başlanğıc faktorunu ifadə edir. Məsələn, eIF-4E birbaşa 7-metilquanozin qapağına (Bölmə 28.3.1) bağlanan zülaldır, eİF-4A isə helikazdır. Prokaryotlar və eukaryotlar arasındakı başlanğıc mexanizmindəki fərq, qismən RNT emalındakı fərqin nəticəsidir. mRNT-nin 5-ci ucu prokaryotlarda transkripsiyadan dərhal sonra ribosomlar üçün hazır olur. Bunun əksinə olaraq, tərcüməyə başlamazdan əvvəl pre-mRNT işlənməli və eukaryotlarda sitoplazmaya nəql edilməlidir. Beləliklə, yetkin mRNT-də siqnalları ifşa etmək üçün çıxarılmalı olan mürəkkəb ikincil strukturların formalaşması üçün geniş imkanlar var. 5′ qapaq asanlıqla tanınan başlanğıc nöqtəsini təmin edir. Bundan əlavə, eukaryotik tərcümənin başlanmasının mürəkkəbliyi 31-ci Fəsildə daha ətraflı araşdıracağımız gen ifadəsi üçün başqa bir mexanizm təmin edir.

Uzatma və sonlanma. Eukaryotik uzanma faktorları EF1α və EF1βγ prokaryotik EF-Tu və EF-T-lərin analoqlarıdır. EF1α-in GTP forması aminoasil-tRNT-ni ribosomun A sahəsinə çatdırır və EF1βγ əlaqəli ÜDM üçün GTP mübadiləsini katalizləşdirir. Eukaryotik EF2, prokaryotik EF-G ilə eyni şəkildə GTP tərəfindən idarə olunan translokasiyaya vasitəçilik edir. Eukariotlarda xitam, prokaryotlarda iki ilə müqayisədə tək buraxılış faktoru olan eRF1 tərəfindən həyata keçirilir. Nəhayət, eIF3, prokaryotik həmkarı IF3 kimi, başlanğıc kompleksi olmadıqda ribosomal alt bölmələrin yenidən birləşməsinin qarşısını alır.

Şəkil 29.33

Eukaryotik Tərcümə Başlanması. Eukariotlarda tərcümənin başlanğıcı 40S alt vahidi və Met-tRNA-nı özündə birləşdirən 5′ qapaqda kompleksin yığılması ilə başlayır.i. ATP hidrolizi ilə idarə olunan bu kompleks ilk AUG-ə qədər mRNT-ni skan edir (daha çox. )


Nəticələr

TRNAdb-CE v.8-də bakterial genlərin funksional reannotasiyası

tRNAdb-CE v0.8 verilənlər bazası 132,129 ümumi prokaryotik gen qeydini ehtiva edir, onlardan 129,989 gen qeydi bakterialdır. Bakterial ardıcıllıqlar arasında 9,917-də CAU ardıcıllığı ilə antikodon üçün şablon var. Qeydlərinin əhəmiyyətli bir hissəsi üçün tRNAdb-CE v0.8 verilənlər bazası bakterial tRNA genlərinin funksional təsnifatı üçün TFAM 1.4-dən istifadə edir (http://trna.ie.niigata-u.ac.jp/trnadb/method. html). Bununla birlikdə, tRNA Ile üçün Proteobacterial model CAU TFAM 1.4 ilə gələn uzadıcı sinif bütün bakteriya filasına yaxşı ümumiləşmir [13]. Buna görə də, Silva və digərlərinin təhlilindən əldə edilən daha ümumi Silva TFAM modelindən istifadə edərək, tRNAdb-CE v0.8-də CAU antikodonları olan tRNA-lar üçün 9,917 bakteriya genini yenidən annotasiya etdik. [12]. Bu model həm də bu işdə əlavə məlumatlar kimi təqdim edilmişdir. Silva TFAM modelini tRNA genlərini ehtiva edən 9,917 bakterial CAU-antikodonuna tətbiq etməklə, biz əvvəllər annotasiya edilmiş 3,918 gendən 62-nin funksional annotasiyalarına yenidən baxdıq.1.58%) və əvvəllər təyin olunmamış 5999 əlavə gen üçün yeni qeydlər təqdim etdi (60,4%). Yenidən təsnifləşdirmə tezlikləri Cədvəl 1-də təqdim olunub ki, bu da göstərir ki, əvvəllər təsnif edilmiş heç bir gen təşəbbüskar tRNA fMet genləri kimi reannotasiya olunmayıb və bizim reannotasiya səylərimiz iki uzadıcı tRNA gen sinifinin təxminən bərabər tezlikləri ilə nəticələnib. Bu reannotasiya edilmiş məlumatlar əlavə fayllar 1 və 2-də də təqdim olunur.

Cədvəl 1

Silva və başqalarının təhlilinə əsaslanan xüsusi modeldən istifadə edərək tRNAdb-CE v.8-də bakterial tRNA-ların CAU antikodonları ilə reannotasiyası. [12]. “kIle” CAU antikodonlu izolösin tRNT uzadıcıları deməkdir. “. ” o deməkdir ki, tRNAdb-CE v.8-də heç bir xüsusi annotasiya verilməyib

GörüşdüInikileməbləğ
AnnotasiyalarGörüşdü10550511106
tRNAdb-CE-dəIni0182401824
v.8kile110977988
. 1696261416895999
məbləğ2762443827179917

TRNAdb-CE v.8-də bakterial genlərin struktur reannotasiyası

tRNAdb-CE v0.8 məlumat modelinin yaxşı işlənmiş xüsusiyyəti ondan ibarətdir ki, onun gen qeydləri yalnız şərh edilmiş gen ardıcıllığını deyil, həm də yuxarı və aşağı axın genomik kontekstinin on əsasını ehtiva edir. tRNAdb-CE v0.8 məlumatlarının təftişi CCA-dan başqa şərhli 3-sonlu ardıcıllıqla çoxlu genləri, ardınca CCA ardıcıllığı ilə başlayan 3′-trailer ardıcıllığını aşkar etdi. Bu genlərin öz gen məhsulları üçün 3′-CCA-sonunu şablonlaşdıra biləcəyini əminliklə qiymətləndirmək üçün hər bir gen ardıcıllığı üçün bu əsaslara Sprinzl koordinatlarını [4] təyin etdik. Bu koordinatlar tRNAdb-CE v0.8-də təmin edilməmişdir. Biz bunu verilənlər bazası annotasiyalı 5-sonuna qarşı qəbuledici 3-son bölgəsinin baza cütləşməsini optimallaşdırmaq üçün dinamik proqramlaşdırma alqoritmini tətbiq etməklə etdik. Metodlarda verilmiş parametrlərlə (bir qədər özbaşına seçilmiş və optimallaşdırılmamış) dinamik proqramlaşdırma alqoritmimiz, demək olar ki, həmişə annotasiya edilmiş qəbuledicidən qaynaqlanır, verilənlər bazasında verilənlərlə eynidir. Həmçinin, biz alqoritmimizdən heç vaxt akseptor gövdələrini yenidən annotasiya etmək üçün istifadə etməmişik, yalnız Sprinzl koordinatlarını hər genin 3-ucu bölgəsinə inamla və ardıcıl təyin etmək üçün. Bu texnikadan istifadə edərək, 129,989 (və ya 2,2%) qeyddən əlavə 2,866 bakteriya tRNT genini Sprinzl koordinatlarının 74-76 ardıcıllığının 3-ucunda CCA şablonunu ehtiva etdiyinə görə şərh etdik.

CCA şablonu olan tRNAdb-CE v0.8-də əlavə 2866 tRNA genini nə üçün müəyyən edə bildiyimizi aydınlaşdırmaq üçün biz verilənlər bazası qeydlərində tRNA gen axtaran proqramları işlətdik və ehtimal ki, tRNA gen-taplayıcıları ilə istifadəçi səhvinin bu yanlış şərhlərə səbəb ola biləcəyindən şübhələndik. Defolt eukaryotik tRNA gen tapmaq rejimində ARAGORN v1.0 [17] və tRNAscan-SE v.1.23 [18] və Bakterial rejimdə (-B seçimi ilə) tRNAscan-SE v.1.23-dən istifadə etdik. Biz aşkar etdik ki, tRNAscan-SE v.1.23, defolt eukaryotik gen tapmaq rejimində işlədildikdə, ardıcıllığından asılı olmayaraq, 74-76 mövqelərindəki nukleotidləri heç vaxt şərh etmir. Bu qaydanın istisnası selenosistein tRNT genləri idi, onlar üçün eukaryotik rejimdə tRNAscan-SE CCA ardıcıllığını ehtiva edərsə, mövqeləri 74� şərh edir. Bu müşahidələrdən belə nəticəyə gəlirik ki, tRNAdb-CE-də yanlış şərhlərin ehtimal olunan səbəbi genom annotasiya boru kəmərlərində istifadəçi xətasıdır. Bu, tRNAscan-SE istifadəçiləri prokaryotik genomlarda öz standart eukaryotik gen tapmaq rejimini tətbiq etdikdə xüsusilə nəzərə çarpır. Bu cür səhvlər daha sonra ictimai və şəxsi məlumat bazalarında davamlı olaraq yayıla bilər.

Bakterial tRNA genlərində CCA-şablonlaşdırma tezlikləri

Əlimizdəki reannotasiya edilmiş tRNAdb-CE məlumatlarımızla biz NCBI Taksonomiyası [19] tərəfindən müəyyən edilən müxtəlif tRNA funksional sinifləri və taksonomik qruplar üzrə tRNA genlərində CCA-şablonlaşdırma tezliklərini hesabladıq. Şəkil   1 prokaryotik cins tərəfindən ümumiləşdirilmiş məlumatlarımızı göstərir. Prokaryotik clades dörd mümkün nümunələri nümayiş:) ÖÜD, və ya və ən nadir hallarda # x02014 & # x02014 4 şablon əsasən gen təşəbbüskarı neçə 1) ən və ya bütün tRNAs gen ÖÜD 2 şablon) və ya heç bir tRNA gen ÖÜD, 3 şablon) əsasən elongator tRNA gen şablonu CCA.

Uzadıcı tRNT genlərinin və təşəbbüskar tRNA genlərinin müxtəlif prokaryotik cinslərdə orta genom ölçüsünə qarşı şablon 3’-CCA-nı təşkil etdiyi ümumiləşdirilmiş tezliklər. NCBI-Taksonomiya - orta genom ölçüsünü (radial açıq mavi çubuqlar) və uzadıcı tRNA genlərinin şablon 3’-CCA (mavi dairələr) və təşəbbüskar tRNA genləri şablonu 3& . #x02019-CCA (qırmızı dairələr)

Ən azı bir genom ardıcıllığı olan fərqli cinslərin sayı ilə müəyyən edilən məlumat dəstimizdə ən yaxşı nümunə götürülmüş beş fila Proteobakteriyalar, Bacillus/Clostridium, Actinobacteria, Bacteroides/Clorobi və Cyanobacteria-dır. Bu beş fila, yuxarıda təsvir edilən dörd nümunədən üçünü filuma görə heyrətamiz dərəcədə ardıcıl şəkildə nümayiş etdirir. Proteobakteriyalarda və Bacillus/Clostridiumda demək olar ki, bütün tRNT genləri CCA şablonunu təşkil edir, bəzi azaldılmış genomlar istisna olmaqla, əksəriyyəti CCA-nı yalnız təşəbbüskar tRNA genlərində şablonlaşdırır və ya heç bir tRNA genində yoxdur. Siyanobakteriyalarda və Aktinobakteriyalarda isə, əksinə, ilk növbədə yalnız təşəbbüskar tRNT genləri müəyyən istisnalarla CCA şablonunu təşkil edir. Məsələn, nisbətən kiçik genomlara malik Aktinobakteriya təbəqəsi mövcuddur ki, burada həm təşəbbüskar, həm də uzadıcı tRNT genləri yüksək tezliklərdə CCA şablonunu təşkil edir. Bacteroidetes/Chlorobi qrupunda, yalnız təşəbbüskar tRNT genlərinin CCA şablonunu təşkil etdiyi bir nəsil, Solitalea istisna olmaqla, əksər tRNT genləri CCA-nı şablonlaşdırmır. Ən çox nümunə götürülmüş beş filanın hamısında həm kiçik, həm də orta ölçülü genomlar mövcuddur ki, bunlarda yalnız təşəbbüskar tRNT genləri CCA şablonunu təşkil edir və ya heç bir şablon CCA tRNA genləri yoxdur. Deltaproteobakteriyalar arasında bəzi Myxococcales, müşahidə etdiyimiz ən böyük genomlara malik olması ilə müstəsnadır, lakin heç bir tRNA genləri və ya CCA şablonunun yalnız təşəbbüskar tRNA genləri yoxdur.

Daha az nümunə götürülmüş fila da verilənlər bazamızda olduqca heterojendir. Thermotogae, Deinococcus/Thermus və Tenericutes-də bütün tRNA genləri CCA şablonunu təşkil edir. Spirochaetae heç bir gendə CCA-nı şablon etmir, Deferribacteres-də isə yalnız təşəbbüskar tRNT genləri CCA şablonunu təşkil edir. Ən nadir nümunədə, yalnız bir neçə arxeal və ya bakterial nəsildə, ilk növbədə, CCA şablonunun təşəbbüskar tRNA genləri deyil, uzanan tRNT genlərini müşahidə etdik.

Bu məlumatları fərdi genomlara qədər daha yaxşı vizuallaşdırmaq və müxtəlif uzadıcı sinifləri ayırmaq üçün biz istənilən adi veb brauzerdə istilik xəritələri ilə vizuallaşdırılmış nəticələrimiz üçün interaktiv javascript-əsaslı taksonomik naviqator yaratdıq. Tam interaktiv məlumat naviqatoru bu işə əlavə 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12 və 13 faylları kimi mövcuddur. Bu məlumatların statik görünüşü, həmçinin 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13 və 14-cü Əlavə fayllarda axtarış edilə bilən PDF formatında təqdim olunur. Şəkil 2-də a Bakterial tRNA genləri üçün bəzi diqqətəlayiq təfərrüatlı nəticələrlə bu brauzerdən snapshot. Şəkildə tRNA genlərinin nümunəmizdəki bütün prokaryotik genomik ardıcıllıqlar üzərində CCA şablonu təşkil etdiyi orta tezliyi azaltmaqla soldan sağa sıralanan tRNA genlərinin funksional siniflərinə uyğun tezlik məlumatlarının sütunları göstərilir. Bu təhlil göstərir ki, Bakteriyalar və Arxeyada inisiator tRNT genləri (Ini kimi etiketlənmiş) CCA şablonunu ən yüksək tezlikdə (74,1%), ümumiyyətlə uzadıcı tRNT genləri üçün 66,2% təşkil edir. Bakteriyalarda təşəbbüskar tRNT genləri 89,2% tezliyi ilə yalnız selenosisteinil tRNA genlərindən (tRNA Sec, Sec = selenocysteine) sonra ikinci 74,7% tezlikdə CCA şablonunu təşkil edir. Biz həmçinin tRNA Asp və tRNA Asn üçün genlərin bütün kanonik uzadıcı tRNA genləri arasında ən yüksək tezliklərdə CCA şablonunu tapdıq. Aşağıda biz Şək.  2-də göstərilən bəzi diqqətəlayiq nəticələri təsvir edirik.

tRNA funksional sinfi tərəfindən ayrılmış bakterial təbəqələrdə ümumiləşdirilmiş genom ölçüsü və CCA tezliyi məlumatları. 𠇊ll,” “SeC,” və “Pyl,” etiketli sütunlar istisna olmaqla, tezlik məlumatlarının bütün sütunları tRNA geninin CCA şablonunu sinifləri üzrə soldan sağa azalan qaydada çeşidlənir. nümunə götürdüyümüz bütün prokaryotik genomlar üzərində. Clades NCBI Taksonomiyasında olduğu kimi müəyyən edilmişdir. Sütun etiketləri “Ini” (təşəbbüskarlar) və “xIle” (AUA-kodon oxuyan izolösin izoakseptorları) istisna olmaqla, IUPAC-ın üç hərfli amin turşusu doldurma şəxsiyyətinə uyğundur. 𠇊ll” bütün tRNA sinifləri üzrə tezlik məlumatlarını ümumiləşdirir

Siyanobakteriyalar

Müşahidə etdiyimiz bakteriya filaları arasında siyanobakteriyalar CCA şablonunu spesifik olaraq uzadıcı və uzatmayan tRNT genlərinin ən təəccüblü və ardıcıl nümunəsinə malikdir. Ümumi tezliklər inisiator tRNA genləri üçün 64,1%, uzadıcı tRNA Tyr genləri olan növbəti ən yüksək gen sinfi üçün 25,7% təşkil edir. Lakin fərqli siyanobakteriya nəsilləri bu xüsusiyyətdə əhəmiyyətli dəyişikliklər nümayiş etdirir. Məsələn, həm ən kiçik, həm də ən böyük orta genom ölçülərini özündə cəmləşdirən Prochlorales və Nostocales genomları arasında müvafiq olaraq təşəbbüskar tRNA gen şablonu CCA-nın tezliyi 91,7% və 88,9%, uzadıcı tRNA3-də isə yalnız template genomdur. müvafiq olaraq % və 8,2%. 12-dən 11-də Prochlorococcus genomlar və 13-dən 9-u Sinekokokk genomlar, yalnız təşəbbüskar tRNA genləri CCA şablonu. Təşəbbüskar tRNA genləri, Oscillatoriophycideae alt sinfi daxilində Oscillatoriales və Chroococcales bacı sıralarında çox fərqli tezliklərdə CCA şablonu: müvafiq olaraq 87,5 və 43,8%.

Siyanobakteriyalar həm də qeyri-adi haldır ki, müxtəlif suşlar və qruplar, həmçinin ara tezliklərdə (10%-dən yuxarı) CCA-nı şablonlaşdıran spesifik uzadıcı tRNA gen siniflərinə malikdir, digər uzanan siniflər isə aşağı tezliklərdə (10%-dən aşağı) CCA şablonunu təşkil edir. Adətən, hər hansı bir genomda təşəbbüskar tRNT geni və ya genlər CCA şablonunu təşkil edirsə, ən azı bir uzadıcı tRNT gen sinfi də aralıq tezlikdə CCA şablonunu təşkil edəcəkdir. CCA-nı filum üzrə ən ardıcıl şəkildə şablonlaşdıran uzadıcı gen sinfi tRNA Tyr gen sinfidir. In Nostocales, tRNA Tyr genləri CCA-nı (41,7%) tezliyində şablonlaşdırır, tRNA Asn və tRNA Gln uzadıcı genlər də CCA-nı yüksək nisbi tezlikdə (36,8% və 23,7%) şablonlaşdırır.

Proteobakteriyalar

Bütün proteobakterial tRNT genləri, ümumiyyətlə, ardıcıl yüksək tezliklərdə CCA-nı şablonlaşdırır: ümumilikdə 96,1% (Şəkil   2). Bununla belə, proteobakterial təşəbbüskar tRNT genləri CCA şablonunu 98,0% təşkil edir ki, bu da proteobakterial uzadıcılardan əhəmiyyətli dərəcədə yüksəkdir (G =�.039, d.f. = 1, p <6, “RVAideMemoire” versiya 0.9� paketində “x0201cG.test”” funksiyasından istifadə etməklə R 3.3.1-də hesablanmış müstəqilliyin G-testi ilə. Proteobakteriya variasiyasının daha yaxından araşdırılması (Əlavə fayl 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13 və 14) bir çox sərbəst yaşayan proteobakteriyaların yüksək tezliklərdə CCA şablonu olduğunu aşkar edir. , endosimbiotik γ-proteobakteriyalar və azalmış genomlu α-proteobakteriyalar yuxarıda azalmış genomlu siyanobakteriyalar üçün təsvir edilənlərə oxşar nümunələr göstərir. Bu hallarda, təşəbbüskar tRNA genləri ardıcıl olaraq CCA-nı şablonlaşdıran yeganə sinif kimi görünür, bir neçə uzadıcı sinif isə CCA-nı şablonlaşdırır. Məsələn, əksəriyyətdə Buchnera aphidicola genomlar, təxminən səkkiz və ya doqquz əlavə uzadıcı tRNT sinifləri CCA-nı orta və yüksək tezliklərdə şablonlaşdırır, digər siniflər isə əvvəllər bildirildiyi kimi CCA-nı şablon etmir [20]. Maraqlıdır ki, hamısında Buchnera bir istisna olmaqla, gərginlik genomları, təşəbbüskar tRNA genləri həmişə CCA-nı şablonlaşdırır. Bundan əlavə, siyanobakteriyalarda olduğu kimi, ən kiçikində Buchnera genomlar, yalnız təşəbbüskar tRNA genləri CCA şablonu. Eyni model Ca kimi digər endosimbiotik γ-proteobakteriya genomlarında da mövcuddur. Blochmannia, Wigglesworthia, Glossina, Ca. Baumannia, Ca. Carsonella, Ca. Portiera, eləcə də α-proteobakteriyaların endosimbionları, məsələn Wolbachia. Bunun əksinə olaraq, Ca kimi ən kiçik γ-proteobakterial genomlar arasında. Hodgkinia, tRNT genlərinin heç biri CCA şablonu deyil.

Digər bakteriya filumları

Bakteriyaların bir çox müxtəlif cinsləri və sinifləri təşəbbüskar tRNA genlərində CCA-nı üstünlük təşkil edir (Əlavə fayl 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13 və 14). Nümunələr daxildir Geobacillus, Thermoaerobacter, Ruminococcus, Thermomicrobiales, Deferribacter, Termodesulfobakteriyalar, Mycobacterium, Propionibacterium, Frankia,Bifidobakteriya. Şək.  2-də göstərildiyi kimi, Bacillus/Clostridium filumunda, bu genomik əlamətdə tezlik dəyişikliyi olduqca genişdir. Qeyri-adi bir nümunə patogen Staphylococcaeceae və Listeraceae ailələrində, həmçinin həm patogenlər, həm də qeyri-patogenləri ehtiva edən Lactobacillales-də tapılır, burada təşəbbüskar tRNA genləri heç vaxt CCA şablonunu təşkil etmir, hətta uzadıcı tRNA genləri ara tezliklərdə CCA şablonunu təşkil edir. Məsələn, Staphylococcaceae-də uzadıcı tRNT genlərinin təxminən 60%-i CCA şablonunu, Listeraceae-də isə uzadıcı tRNT genlərinin təxminən 24%-i CCA şablonunu, Lactobacillales-də isə uzadıcı genlərin 1,4%-i CCA şablonunu təşkil edir. Bununla belə, məlumat dəstimizdəki bu üç ailənin 257 genom nümayəndəsi arasında bir təşəbbüskar tRNA gen şablonu CCA yoxdur.

Arxeya

tRNAdb-CE v.8-də arxeal tRNT genlərinin struktur və ya funksional reannotasiyasına ehtiyac olmadığını gördük. Şəkil 3 arxa tRNT genləri üçün ən diqqətəlayiq nəticələrimizlə məlumat brauzerimizdən (Əlavə fayl 11) bir şəkil təqdim edir. Ümumilikdə arxeal tRNT genlərində CCA-şablonlaşdırmanın kifayət qədər yüksək tezlikləri olsa da, 30,4%, biz tapdıq ki, Arxeyada təşəbbüskar tRNT genləri tRNT genləri arasında heç bir xüsusilə yüksək tezlikdə CCA-nı şablon etmir, bu da Bakteriyalardan əsas fərqdir. Bundan başqa, biz Arxeyada bu əlamətdə geniş phyletic variasiya müşahidə etdik. Crenarchaeota tRNA genləri CCA-nı 50,5% tezlikdə, Euryarchaeota tRNA genləri isə CCA-nı bu tezliyin təxminən yarısında şablonlaşdırır. Crenarchaeota daxilində, Sulfolobales şablonu CCA-da tRNA genləri 3,8%, lakin Desulforococcales-də bu tezlik 84,8% təşkil edir. Bütün dörd tRNA Pyl (Pyl = pirrolizin) genləri Methanomikrobiyada CCA şablonudur. Arxeya tRNT genlərinin CCA şablonu olmadığına dair ümumiləşdirmənin əksinə olaraq, həm Crenarchaeota, həm də Euryarchaeota-da bütün və ya demək olar ki, bütün tRNT genlərinin CCA şablonunu təşkil etdiyi nəsillər mövcuddur, məsələn, Desulfurococcales, Protoarchaea və Methanopyri. tRNT funksional sinifləri arasında phyletic modeldə variasiya mövcud olsa da, heç bir aşkar ümumi nümunə ortaya çıxmır.

tRNA funksional sinfi tərəfindən parçalanmış Arxeal təbəqələrdə ümumiləşdirilmiş genom ölçüsü və CCA tezliyi məlumatları. Annotasiyalar Şəkil   2-dəki kimidir


PROQRAMLI TƏRCÜMƏ ÇƏRÇİVƏLƏRİNİN MEXANİZMLERİ

Tərcümə aparatının oxu çərçivəsini sədaqətlə saxlaması lazım olduğu aydın olsa da, tərcümə sədaqətini dəyişdirmək xüsusi hallarda faydalı ola bilər. Həqiqətən də, bir çox viruslar çoxlu molekulyar mexanizmlərdən istifadə edir ki, bunlar ümumi olaraq tərcümənin yenidən kodlaşdırılması adlanır. 21 These include but are not limited to directing elongating ribosomes to shift into an alternate reading frame, directing ribosomes to utilize alternative start sites, and bypassing or recoding termination codons. 5 This is particularly relevant when genomic space is physically constrained, e.g., in viruses, where genome size is limited by the volume of the viral particle. Here, expanding the information content of a viral mRNA by enabling it to encode multiple proteins may confer a selective advantage. Another idea is that the ability for a single RNA to encode multiple proteins without having to alter its sequence (e.g., through splicing), may have conferred a selective advantage in the prebiotic RNA world. 22 Additionally, the ability to recode mRNAs provides yet another level at which gene expression can be controlled. Notably, these mechanisms are all ‘programmed’ to occur at specific sequences by cis-acting elements present on mRNAs, and at rates that are two or more orders of magnitude more frequent than nonprogrammed events.

Having identified the players and defined the contexts during which PRF events occur, we will focus on molecular mechanisms that program elongating ribosomes to shift translational reading frame at specific sites along mRNAs, and discuss their physiological relevance.

−1 Programmed Ribosomal Frameshifting

Our understanding of −1 PRF originates from studies of RNA viruses, many of which use this molecular mechanism to expand the information content of their mRNAs. The relatively large number of viral −1 PRF signals has enabled definition of some of the parameters constituting a −1 PRF signal. The most well-defined −1 PRF phenomena are directed by an mRNA sequence motif composed of three important elements: a ‘slippery site’ composed of seven nucleotides where the translational shift in reading frame actually takes place a short spacer sequence of usually less than 12 nucleotides and a downstream stimulatory structure (usually an mRNA pseudoknot). A ‘typical’ −1 PRF signal is shown in Figure 1(a). In eukaryotic viruses, the slippery site has the heptameric motif N NNW WWH (IUPAC notation), where the incoming reading frame is indicated by spaces. 23 In general, it has been accepted that the downstream structure causes elongating ribosomes to pause with tRNAs positioned at the slippery site. The nature of the slippery sequence enables repairing of the nonwobble bases of both the aa and peptidyl-tRNAs with the −1 frame codons. 24 While it is generally accepted that mRNA pseudoknots are the most common type of downstream stimulatory elements, other mRNA structures are capable of filling this role as well. 25-27 Generally, it is thought that the essential function of the stimulatory structure is to provide an energetic barrier to an elongating ribosome, and to position it over the slippery site. However, the thermodynamic stability of the downstream barrier is not the sole determinant of frameshift efficiency: additional parameters, both known and unknown influence this parameter. 28

−1 programmed ribosomal frameshifting (−1 PRF). (a) From 5′ to 3′, a typical −1 PRF signal contains a heptameric slippery site, a short spacer, and a complex tertiary mRNA structure, typically an H-type pseudoknot. The original translational reading frame at the slippery site is indicated by spaces. The 22 functional slippery sites are shown. (b) The many paths to −1 PRF. As described in the text, −1 PRF can occur at three different times during translation at the frameshift signal. The pseudoknot can direct a two nucleotide translocation event either as the ribosome enters (left, boxed 1) or exits (right, boxed 3) the slippery site. Alternatively, accommodation of the aminoacyl tRNA (aa-tRNA) into the slippery site pulls the downstream mRNA into the ribosome by 9Å, creating tension between the slippery site and pseudoknot (center, boxed 2). The tension is relieved by decoupling tRNAs from the mRNA, with the mRNA slipping backward by one base.

The original simultaneous-slippage model 24 of −1 PRF suggested that peptidyl and aa-tRNAs simultaneously slip by one base in the 5′ direction to base pair with the −1 frame codons in the slippery site. From this general conceptual framework, the precise mechanistic details of −1 PRF have been debated, and three apparently competing models were proposed for the mechanism of −1 PRF. In each of these, physical slippage of the ribosome is coupled to the energetic input of GTP hydrolysis. The ‘integrated model’ model of −1 PRF posited that the shift occurs after delivery of the aa-tRNA to the A-site, but before peptidyltransfer. 23 This corresponds to Box 2 in Figure 1(b). A refinement of this model, called the ‘9Å solution’ proposed that the downstream stimulatory element plays an active role in −1 PRF by resisting 5′ movement of the mRNA subsequent to aa-tRNA accommodation (enabled by eEF1A hydrolysis of GTP). This creates tension along the mRNA that can be relieved by disengaging the tRNAs from the mRNA, thus allowing the mRNA to shift forward by one base relative to the tRNA/ribosome complex. 29 A second model proposed that −1 PRF occurs during translocation, where the energy driving slippage is supplied by eEF2 hydrolysis of GTP, and the downstream stimulatory element resists forward movement of the ribosome, resulting in translocation by only two nucleotides. Importantly, this cotranslocation model can occur through two discrete kinetic pathways. One of these pathways occurs after peptidyltransfer, with the two tRNAs moving to P/E and A/P states, followed by an incomplete, two-base translocation event. 30, 31 This is denoted by Box 3 in Figure 1(b). The second cotranslocational model proposed that incomplete translocation stimulated by the downstream element occurs one elongation cycle earlier: here, the E and P-site tRNAs slip so that the new A-site codon is in the −1 frame 32 as indicated by Box 1 in Figure 1(b).

Importantly, there is strong experimental evidence supporting all three models, suggesting that rather than explaining −1 PRF through a single molecular mechanism, −1 PRF should be conceived as a problem of kinetic partitioning occurring within the context of the translation elongation cycle. With this in mind, the ‘many pathways model’ of −1 PRF unified all three models and revealed the major steps in the translation elongation cycle that affect −1 PRF. 33 This is shown in Figure 1(b). Importantly, this model provides a mathematical framework within which estimates can be calculated regarding the relative contributions of each of the elements to rates of −1 PRF, how often ribosomes will partition between the 0 and −1 frames, and how this partitioning will distribute at each of the three possible stages of the elongation cycle. In sum, the ‘many pathways model’ of −1 PRF presents a unified theory of −1 PRF that also provides a toolbox for quantitative prediction of −1 PRF rates.

+1 Programmed Ribosomal Frameshifting

In contrast to −1 PRF where the translational reading frame is recoded by one nucleotide toward the 5′ direction of the mRNA, the elongating ribosome is induced to bypass one nucleotide toward 3′ direction in +1 PRF. +1 PRF has been observed in Escherichia coli in the translation of prfB to produce RF2. 34 In the yeast Saccharomyces cerevisiae two retrotransposable elements, Ty1 and Ty3, 35, 36 and three genes, ABP140, 37 EST3, 38 and OAZ1 39 use +1 PRF. The expression of the mammalian equivalent of yeast OAZ1, ornithine decarboxylase antizyme (i.e., OAZ), has also been shown to involve +1 PRF. 40

Unlike −1 PRF, where there is only one generally well-understood type of frameshift signal, +1 PRF signals appear case specific. However, it is clear that +1 PRF is also driven by cis-acting elements that cause elongating ribosomes to kinetically partition into the +1 frame, and that slippage of P-site tRNA appear to be the most important parameter. However, the precise mechanisms are different for different +1 PRF signals. In the bacterial cases such as the E. coli prfB mRNA, the U CUU UGA slippery site contains the in frame UGA termination codon which is recognized by RF2. 41 While translation termination is efficient when RF2 levels are high, low RF2 levels result in inefficient recognition of the UGA codon. This causes the ribosome to pause. An SD-like sequence located in the prfB mRNA immediately 5′ of the slippery site interacts with the anti-SD sequence on the 16S rRNA so as to reposition the ribosome in the +1 frame. Thus, RF2 production is autoregulated through +1 PRF. 42 More recently, mathematical modeling of the prfB +1 PRF signal revealed that this mechanism is influenced by three distinct kinetic parameters: (1) destabilization of deacylated tRNA in the E-site, (2) rearrangement of peptidyl-tRNA in the P-site, and (3) the availability of cognate aa-tRNA corresponding to the A-site. 43 While all three function synergistically to promote efficient +1 PRF, a rate constant of ≈︁1.9 s −1 for slippage of the P-site tRNA from CUU to UUU is the driving force behind this mechanism. The +1 PRF is also enhanced by the presence of a ‘hungry codon’ in the A-site (i.e., low abundance of RF2), and destabilization of tRNA–mRNA interactions in the E-site.

Eukaryotic translation does not utilize mechanisms analogous to the SD/anti-SD interactions that direct prokaryotic initiation and +1 PRF. Thus, the +1 PRF kinetic partitioning must be driven by other mechanisms. In OAZ mRNA +1 PRF, the primary kinetic trap appears to be the presence of a strong secondary mRNA structure 3′ of the slippery site. However, the element that stimulates OAZ +1 PRF has undergone a significant amount of evolutionary divergence. For example, while almost all vertebrate OAZ +1 PRF signals involve mRNA pseudoknots, fewer protostome OAZ sequences contain predicted pseudoknots, most nematodes lack the ability to form this type of structure, and no pseudoknots can be calculated in any yeast/fungi or insect OAZ +1 PRF signals. 39 Similarly, the slippery sites of OAZ have diverged. The metazoan OAZ slippery site is UCC UGA U, 44 but has degenerated in fungi and arthropods. 45 Importantly, similar to prfB, the OAZ +1 frameshift is stimulated by a 0-frame A-site UGA codon, and is also primarily dependent on tRNA–mRNA interactions in the ribosomal P-site. For example, mutation of the rat OAZ P-site sequence from UCC to CCC inhibited frameshifting in S. cerevisiae. 39 Also similar to pfrB, the E-site of the OAZ +1 PRF signal also modulates frameshifting efficiency, although this is less well understood. 39 OAZ +1 PRF is also autoregulated: it is stimulated by polyamines. 46 Neutralization of negative charge repulsion by positively charged polyamines may facilitate the formation of mRNA–rRNA interactions that enhance tRNA slippage in the P-site while the ribosome is paused at the 0-frame UGA termination codon. Importantly, OAZ +1 PRF is autoregulated. Ornithine decarboxylase (ODC) catalyzes the first step in polyamine biosynthesis, while OAZ downregulates polyamine synthesis by stimulating ubiquitin-independent degradation of ODC by the proteasome. Thus, increased levels of polyamines negatively feedback on polyamine synthesis by stimulating +1 PRF, and hence the synthesis of OAZ.

The yeast Ty retrotransposable elements utilize +1 PRF to direct synthesis of Gag-pol fusion proteins. 47 The Ty1 slippery site is CUU AGG C. 35 Like prfB and OAZ, the frameshift is primarily driven by slippage of the P-site tRNA from CUU to UUA. Unlike the prior two examples however, this slippery site does not contain a 0-frame termination codon. Rather, the kinetic trap is supplied by the rare A-site AGG codon, which is decoded by the low abundance Arg-tRNA CCU tRNA. Overexpression of this tRNA caused a 50-fold decrease in +1 PRF, while deleting it caused +1 PRF efficiency to approach 100%. 48 The +1 frameshifts of Ty2 and Ty4, and other members of the surəti family of retrotransposable elements are thought to utilize this mechanism of tRNA slippage, as well as the yeast ABP140 frameshift signal. 37, 49 While, the genome organization of the Ty3 gypsy-like yeast retrotransposon is similar to Ty1, 50 its +1 PRF signal is different. The GCG AGU U slippery site disallows the possibility of the 0-frame tRNA in the P-site to base pair with the +1 frame. 36 It is thought that Ty3-directed +1 PRF involves skipping the first A of the 0-frame P-site codon followed by recognition of the +1 frame GUU codon. Further analysis demonstrated that +1 PRF depended on some special characteristic of the Ala-tRNA UGC , and that this was also shared by four more tRNAs. A downstream stimulatory element is also been proposed to constitute the kinetic trap utilized in Ty3 +1 PRF. While the original hypothesis involving direct base pairing between this sequence and the 18S rRNA helix 18 51 has been ruled out, a very stringent set of mutagenesis experiments suggest that the Ty3 stimulatory element may interact with rRNA and ribosomal proteins in the ribosomal entry tunnel, as well as unknown constituents of the solvent face of the 40S subunit. 52 Interestingly, while the EST3 slippery site is identical to that of Ty1 and frameshifting is dependent on limiting quantities of cognate A-site tRNA, its +1 PRF signal also contains a downstream stimulatory element. 53 It has been speculated that interaction of this element with specific targets of the paused ribosome may limit A-site access by tRNAs.


Sual: Question 1 10 Points Which of the following statements regarding the genetic code is FALSE? An amino acid is coded for by only one codon. A codon codes for a single amino acid. More than one start codon may occur within a single mRNA, resulting in multiple translation initiation points. The genetic code is nearly universal. Question 2 10

Which of the following statements regarding the genetic code is FALSE?

An amino acid is coded for by only one codon.

A codon codes for a single amino acid.

More than one start codon may occur within a single mRNA, resulting in multiple translation initiation points.

The genetic code is nearly universal.

All compounds that have been found to be mutagenic in the Ames test are also carcinogenic.

Why are liver extracts used in the Ames test?

Liver enzymes may activate some innocuous compounds, making them mutagenic.

The bacteria require the nutrients present in the liver extract for growth.

A liver extract is necessary for the bacteria to produce histidine revertants.

Liver enzymes activate the bacterial enzymes.

What would be the effect of a mutation in the lacI gene that prevented the repressor from binding to lactose?

The lac Z, Y, and A genes would be repressed by lactose.

The lac Z, Y, və A genes would not be expressed.

The lac Z, Y, və A genes would be induced by lactose.

The lac Z, Y, və A genes would be expressed constitutively.

At which site does the charged initiator tRNA bind during protein synthesis?

What is the consequence of a mutational event that inserts a single nucleotide into a gene?

The rate of transcription would increase.

It would start the translation of another gene.

A frameshift mutation would occur.

The rate of transcription would decrease.

All EXCEPT which of the following molecules are found in tRNA molecules?

Which term describes sequences that are similar (homologous) in different genes of the same organism or in one or more genes of related organisms?

Which of the following occurs in prokaryotes but not in eukaryotes?

birləşdirilmiş transkripsiya və tərcümə

addition of a poly-A tail to mRNA

Bir mutasiya I gene directly affects the promoter of the lak operon.

Which bacteria grow on the agar plate if the Ames test is positive?

Which repair system uses the RecA and LexA proteins?

Why are frameshifts one of the most severe types of mutations?

They occur only in gametes.

More than one amino acid, or even entire proteins, is affected.

More than one gene is affected.

In the genetic code, "wobble" involves __________.

Which amino acids would be incorporated in a protein using an RNA with a repeating AU copolymer?

Isoleucine and tyrosine would both be incorporated into the protein.

Leucine (Leu) would be incorporated into the protein.

Phenylalanine (Phe) would be incorporated into the protein.

The peptide would consist of poly-isoleucine (Ile).

Which of the following statements best describes the function of aminoacyl tRNA synthetase?

It provides the energy required to attach a specific amino acid to a tRNA molecule.

It synthesizes tRNA molecules.

It attaches a specific amino acid to a tRNA molecule.

It helps tRNA synthesize proteins.

Which of the following statements about the effects of enhancers and transcription factors (TFs) on gene expression is true?

Enhancers are cis-acting TFs are trans-acting.

Enhancers are trans-acting TFs are cis-acting.

Which of the following components is the first to bind to the mRNA during the assembly of the translation complex?

the small ribosomal subunit

the large ribosomal subunit

In prokaryotes, the initial amino acid in a polypeptide chain is the modified form of methionine, N-formylmethionine, or fMet. Which term describes the codon for fMet?

Ultraviolet radiation causes __________.

formation of pyrimidine dimers

Which RNA polymerase transcribes protein-coding genes into mRNA in eukaryotes?

What is the consequence of a gene mutation that results in a UGA codon in the reading frame of its mRNA?

A partial polypeptide chain would be synthesized, because the mutation would cause premature release of the polypeptide from the ribosome.

It would start the translation of another gene.

It would cause a frameshift mutation.

A tRNA synthetase recognizes an amino acid and all of its cognate tRNAs. What is another term for different tRNAs that accept the same amino acid?

Which of the following is found in both prokaryotes and eukaryotes?

addition of a poly-A tail to mRNA

birləşdirilmiş transkripsiya və tərcümə

Name a mechanism for termination of transcription of a gene in prokaryotes.

development of a hairpin loop by the RNA folding back on itself

a region called the TATA box

What is the function of transcription factors?

to recognize cis-acting elements in the gene to regulate transcription

to direct mRNA from the nucleus to the cytoplasm

to initiate binding at the Shine–Dalgarno sequence

to serve as sequences where RNA polymerase binds

Which of the following elements are cis-acting?

What is the function of the AAUAAA sequence near the 3′ end of a eukaryotic transcript?

binding site for RNA polymerase

recognition site for cleaving the transcript prior to adding the poly-A tail

binding site for the ribosome

binding site for DNA polymerase

To which region of a tRNA molecule does an amino acid get attached?

Why did Nirenberg and Matthaei use polynucleotide phosphorylase instead of RNA polymerase in their experiments using a cell-free system?

RNA polymerase does not function in vitro.

Polynucleotide phosphorylase requires a DNA template.

Polynucleotide phosphorylase can synthesize polypeptides in vitro.

Polynucleotide phosphorylase does not require a DNA template.

Which of the following would most likely reduce the rate of transcription of a gene?


Protein Synthesis of Prokaryotic and Eukaryotic Systems

The following points highlight the six main stages involved in protein synthesis of prokaryotic and eukaryotic systems. The stages are: 1. Amino Acid Activation and Formation of Amino Acyl-t-RNA 2. Binding of m-RNA to the Ribosome 3. Formation of Initiation Complex 4. Polypeptide Chain Elongation 5. Polysomes 6. Co Transcriptional Translation.

Stage # 1. Amino Acid Activation and Formation of Amino Acyl-t-RNA:

Amino acids require to be raised to a higher energy level to make them competent to be transferred to the t-RNAs. The activation of amino acids occurs by addition of AMP from ATP catalyzed by the enzyme amino acyI synthetase. The pyrophosphate group of ATP is released in the process. The same enzyme also catalyses the transfer of amino-acyI-AMP to its specific t-RNA. All protein amino acids are amino acids having the general structure.

The two-step reaction catalyzed by amino-acyI synthetase is:

The synthetase-bound amino acyl-AMP next reacts with its appropriate t-RNA producing amino acyl-t-RNA and AMP is set free. All t-RNA molecules possess a CCA sequence at the 3′-(OH) end. The amino acyl group of the amino acyl-AMP is transferred to the terminal adenylic acid of CCA sequence with the formation of a covalent linkage with either the 2′ or 3′ (OH) group of the ribose of adenylic acid as shown below (Fig. 9.41).

It should be specially mentioned that just as each amino acid is selected by its specific t-RNA, so also the formation of an amino acyl-t-RNA is catalysed by a specific amino acyl synthetase. A synthetase molecule can recognize its specific t-RNA with the help of the three-dimensional conformation of the protein molecule and that of the t-RNA.

It must also recognize the specific amino acid. Thus, in the intracellular pool, there are many different synthetase molecules, each of which is specific for both an amino acid and its cognate t-RNA. This one-to-one relationship is complicated by the presence of more than one t-RNA for most of the amino acids. To match the different codons of the same amino acid, there are different t-RNAs carrying complementary anticodons.

Once amino acyl-t-RNA has been formed, the amino acid plays no active role in selecting the site where it is to be inserted in the polypeptide chain, because it has no means to recognize the codon. It is carried passively by the t-RNA to its appropriate site. The t-RNA recognizes the m-RNA codon with its anticodon and brings the amino acid to its proper site.

Stage # 2. Binding of m-RNA to the Ribosome:

Protein synthesis does not take place on free m-RNA, but only on m-RNA bound to ribosomes. That is why ribosomes are sometimes referred to as ‘work-benches’ of protein synthesis. In both prokaryotes and eukaryotes, the m-RNA binds first to the small subunit of the ribosome i.e. the 30S subunit in prokaryotes and the 40S subunit in eukaryotes. The large subunit of the ribosomes is attached later to form the initiation complex.

In the prokaryotes, the m-RNA binds to 30S ribosomal subunit before the first amino acid is carried by the t-RNA. The first codon to initiate protein synthesis is AUG, but this initiator codon is preceded by a 20-30 nucleotide long sequence at the 5′-end of m-RNA. This means that the initiator codon (AUG) is situated 20-30 nucleotides downstream from the 5′-end. Within this preceding sequence, there is a short consensus sequence consisting of 5′–AGGAGGU-3′ situated 4 to 7 nucleotide ahead of the initiator codon AUG.

This consensus sequence is known as the Shine-Dalgarno sequence. This sequence helps in binding of m-RNA to the 30S subunit by forming base-pairs with its 16S r-RNA. At the same time, this sequence also acts as a signal for initiating protein synthesis at the next AUG sequence.

This is diagrammatically shown in Fig. 9.42:

The initiator codon codes for methionine, but all prokaryotic proteins have formyl-methionine (fmet) as the first amino acid at the amino terminus. In prokaryotes, t-RNA met picks up methionine with the help of methionyl t-RNA synthetase and methionine is then formylated by another enzyme, transformylase, the donor of the formyl group being N 10 -formyl-tetrahydrofolate (formyl-THF). The formyl group is attached to the amino group of methionine.

The transfer reaction is:

Formylation of methionine can only occur when methionine is carried by t-RNA fmel and not when methionine is charged on t-RNA met Thus, t-RNA fmet and t-RNA mcl are two distinct species although both are amino acylated by the same synthetase. The latter, i.e. t-RNA™’, carries methionine to the codon AUG situated inside the m-RNA but not to the initiator AUG codon.

In eukaryotic proteins, the first amino acid at the amino terminus is methionine and not formyl- methionine as in prokaryotes and the initiator codon is the same, i.e. AUG. However, in eukaryotes also, the initiator t-RNA met and t-RNA met for internal methionine are two distinct species. The former recognizes only the initiator AUG codon and no other AUG codons.

The initiator codon in eukaryotic m-RNA is situated 50 to 100 nucleotides downstream from the 5′ end. The 5′ end of eukaryotic m-RNA’s is always capped by methyl guanosine. This capped end binds to the 40S subunit of ribosome and the ribosomal subunit then moves along the m-RNA in the 5′ —> 3′ direction and scans the m-RNA triplets until it reaches an AUG sequence. At this point the initiation complex is formed, thereby also fixing the reading frame.

Mərhələ # 3. Formation of Initiation Complex:

An initiation complex is an m-RNA-bound complete ribosome in which the initiator t-RNA carrying the first amino acid is attached and ready to receive the next incoming amino acid-charged t-RNA. In prokaryotes, formation of an initiation complex is preceded by the formation of a pre-initiation complex which is composed of the 30S subunit of the ribosome, the m-RNA molecule, a charged t-RNA fmet , three non-ribosomal proteins (initiation factors, IF) IF1, IF2 and IF3 and a molecule of GTP. The initiation factors, IF1 and IF3, help to dissociate the 70S ribosomes into 30S and 50S subunits, so that m-RNA can bind to the 30S subunit to form a pre-initiation complex.

The initiation factor IF2 mediates binding of GTP and the charged t-RNA fmet to the pre-initiation complex. Two other ribosomal proteins, SI and S12 are necessary for binding the m-RNA to the 16S r-RNA of the 30S subunit (Shine-Dalgarno sequence).

After the formation of the pre-initiation complex has been completed, the 50S subunit of the ribosome binds to it resulting in liberation of IF1. Next, IF2 is released by hydrolysis of GTP to GDP+Pi. With the attachment of the 50S subunit, the formation of initiation complex is completed.

The stepwise formation is shown in Fig. 9.43:

The binding of the 30S and 50S subunits creates two sites for binding of two t-RNA molecules. These are called the amino acyl site (A site) and the peptidyl site (P site). These sites overlap both the subunits of ribosome. The initiator, t-RNA fmet carrying formyl-methionine which was bound to the pre-initiation complex, is transferred to the P site of the initiation complex where its anticodon pairs with the initiator codon AUG of the m-RNA. The initiation complex is now ready for chain elongation.

So far as it is known, the sequence of events in the formation of the initiation complex in eukaryotes does not differ essentially from that of the prokaryotes, except that the number of initiation factors is more (at least nine) and binding of the m-RNA requires hydrolysis of ATP, a feature not known to occur in prokaryotes. In eukaryotes the initiator t-RNA carries methionine and not formyl-methionine as in prokaryotes. The initiator codon is the same i.e. AUG in both prokaryotes and eukaryotes.

Mərhələ # 4. Polypeptide Chain Elongation:

In the initiation complex, the P site is occupied by the t-RNA fmet and the A site is vacant. It is now ready to be occupied by the incoming t-RNA carrying an appropriate amino acid. The anticodon of this t-RNA must match with the triplet of m-RNA positioned at the A site. The binding of the t-RNA to the A site requires a non-ribosomal cytoplasmic protein factor, called the elongation factor Tu (EF-Tu) which is activated by GTP.

The three components, viz. t-RNA, EF-Tu and GTP, form a ternary complex which binds to the A site of the ribosome. In this binding process, the TᴪC arm of t-RNA (see structure of t-RNA) is thought to interact with the 5S r-RNA of the 50S subunit of the ribosome. Once the charged t-RNA (incoming) binds firmly to a site of the ribosome, GTP is hydrolysed by a ribosomal protein enzyme to release GDP-EF-Tu and inorganic phosphate.

The A site is now occupied by the incoming t-RNA carrying the second amino acid. From the GDP-EF-Tu binary complex, GTP-EF-Tu is regenerated by another protein factor, called EF-Ts and inorganic phosphate. GTP-EF-Tu can then combine with the next incoming aminoacyl t-RNA to form the ternary complex.

The sequence of events are diagrammatically represented in Fig. 9.44:

The second step in the chain elongation process involves the formation of a peptide bond between the α-amino group the amino acid occupying the A site and the α-carboxyl group of the amino acid occupying the P site.

However, the peptide bond formation takes place by a complex reaction, because the carboxyl group of the amino acid in amino acyl-t-RNA at the P site is not free, but linked to the adenylic acid residue of CCA sequence of t-RNA (see Fig. 9.41).

The reaction is called peptidyl transferase reaction. It takes place in the 50S subunit of the ribosome. As a result of the reaction, the P site is now occupied by an uncharged t-RNA (without amino acid) and the A site is occupied by a t-RNA with a dipeptide as shown in Fig. 9.45.

In the next step, the t-RNA with the bound dipeptide moves from the A site to the P site displacing the empty t-RNA fmet . The movement is known as translocation and it is catalysed by another elongation factor EF-G which binds to the ribosome. In the process, hydrolysis of GTP catalysed by a ribosomal protein is known to occur.

Concurrent with translocation from the A site to P site, the m-RNA also moves through one coding unit in the 3′ —> 5′ direction. Thereby, the next codon is positioned at the A site. These processes of peptidyl transferase reaction and translocation take place with addition of each amino acid carried by the respective t-RNAs. As a result, the polypeptide chain elongates at the amino-terminal end by sequential addition of amino acids one by one determined by the matching of t-RNA anticodon and m-RNA codon.

The final step of protein synthesis is reached when, at the A site, one of the three termination codons (UAA, UAG or UGA) of m-RNA appears. As these codons do not code for any amino acid (that is why they are called nonsense codons), the A site remains vacant. The polypeptide chain is released from the ribosome through the action of a release factor (RF).

In prokaryotes, there are three release factors, RF1, RF2, and RF3. They bind to the ribosome and catalyse hydrolysis of the ester linkage between the t-RNA occupying the P site and the carboxyl group of the last amino acid. Thereby the polypeptide chain becomes free to be released from the ribosome. The 70S ribosome then falls off from the m-RNA.

Mərhələ # 5. Polysomes:

In considering protein synthesis above, the mutual relation between an m-RNA and a single 70S ribosome has been dealt with. However, in practice, a single m-RNA molecule is used for multiple translation in both prokaryotes and eukaryotes. Such a practice is economical for the cell, because several copies of the same protein can be produced in a relatively short time without going through the process of transcription.

When the chain elongation phase of polypeptide synthesis has advanced to a stage, so that the chain is 25-30 amino acid long, the initiator AUG codon of the m-RNA becomes free to form another initiation complex in the same way as it formed the first one. So, a second 70S ribosome initiates synthesis of a second copy of the same polypeptide.

In this way initiation may be repeated several times on different ribosomes, thereby forming a string of ribosomes bound by a common m-RNA molecule. Such a structure is called a polyribosome or polysome. The size of a polysome varies according to the length of the m-RNA molecule.

There may be 3 to 4 or as many as 100 ribosomes in a polysome. It is obvious that polypeptide synthesis terminates in the first ribosome and then in the second and so an. At any given time, the length of the polypeptide chains varies depending on the progress of chain elongation in the ribosomes of a polysome complex.

A diagrammatic representation of polypeptide synthesis in a polysome is shown in Fig. 9.46:

Mərhələ # 6. Co Transcriptional Translation:

In eukaryotes, the primary transcript, known as hn-RNA has to be processed by removing the introns, capping the 5′-end and adding a poly A-tail at the 3′ end. The processed product, the m-RNA, is then trans-located from the nucleus into the cytoplasm through pores in the nuclear membrane. In contrast, the primary transcript in prokaryotes is used directly as the m-RNA.

Also, the nuclear material is not separated by a membrane from the cytoplasm. A characteristic feature of the prokaryotic protein synthesis is, therefore, that translation of the m-RNA can begin while the m-RNA is still being transcribed from the template strand of DNA. This is known as simultaneous transcription and translation, or co-transcriptional translation.

As the RNA polymerase moves along the DNA template strand, 5′ end of the m-RNA comes out and binds to a 30S subunit by base-pairing with the Shine-Dalgarno sequence. An initiation complex is formed in the usual way and polypeptide synthesis begins. With progress of transcription, the m-RNA grows in length and it can bind more ribosomes forming a polysome (Fig. 9.47).

The phenomenon of co-transcriptional translation in prokaryotes assumes special significance in view of the fact that prokaryotic messengers are very short-lived having an average half-life only 1.3 to 1.8 minutes. Simultaneous transcription and translation can, therefore, make best use of a messenger molecule by shortening the two processes through coupling them.

In E. coli the rate of transcription at 37°C is 55 nucleotides/sec and that of translation is 17 amino acids per second. Therefore, transcription which is faster can run concurrently with the slower process of translation. Thereby the total time for protein synthesis can be considerably reduced.


Xülasə

  • transkripsiya of the information encoded in DNA into a molecule of RNA (discussed in Gene Expression: Transcription) and
  • tərcümə of the information encoded in the nucleotides of mRNA into a defined sequence of amino acids in a protein (discussed here).

In eukariotlar, the processes of transcription and translation are separated both spatially and in time. Transcription of DNA into mRNA occurs in the nucleus. Translation of mRNA into polypeptides occurs on polysomes in the cytoplasm.

In bakteriya (which have no nucleus), both these steps of gene expression occur simultaneously: the nascent mRNA molecule begins to be translated even before its transcription from DNA is complete.


Təşəkkürlər

D.J. is a PhD fellow at the Fonds National de la Recherche Scientifique (aspirant FNRS). This work was supported by grants from the Fonds Jean Brachet and the Fondation Van Buuren to L.D. from the FNRS (grant number F.4505.16 MIS), the Fonds d'Encouragement à la Recherche ULB (FER-ULB), the Fonds Jean Brachet and the Fondation Van Buuren to A.G.P. and from the FNRS (grant number 3.4621.12 FRSM, T.0147.15F PDR and J.0061.16F CDR), the Interuniversity Attraction Poles Program initiated by the Belgian Science Policy Office (MICRODEV), the Fonds Jean Brachet and the Fondation Van Buuren to L.V.M. The authors would like to thank J.M. Sanz for initial work in characterizing the ataR–ataT sistemi.


MÜZAKİRƏ

Overall, our studies show that by fine tuning formylation efficiencies (by introducing mutations in the acceptor stem of tRNA fMet ), it is possible to direct a tRNA into either the initiation or the elongation pathways, providing an insight into the evolution of distinct methionine tRNA species. As Fmtmt primarily recognizes the amino acid attached to the tRNA, mitochondrial tRNA Met could be driven either into the initiation or elongation by regulating the levels of formylase enzyme. As opposed to this, eubacterial Fmt recognizes sequence elements on the tRNA fMet body itself. Although this necessitates the presence of two distinct tRNAs for initiation and elongation functions, we have shown that it is possible to change the fate of the tRNA by altering the formylatability of the tRNA fMet . However, instead of regulation at the level of Fmt expression, shifting the balance of fate in bacterial systems require sequence changes in the determinants of the Fmt enzyme, a mechanism that could have been adopted during the evolution of distinct tRNAs for initiation and elongation. Interestingly, the mutant that is most efficient at sustaining initiation and elongation together, U1/U3:A70, is also the one that is most similar to the human mitochondrial methionine tRNA ( Supplementary Figure S1 ), supporting such an idea.

İçindəki mutasiyalar MTFMT gene encoding human mitochondrial formylase cause Leigh syndrome and combined OXPHOS deficiency ( 25). Such patients show a significant reduction in the levels of fMet-tRNA Met , with a severe defect in mitochondrial translation. Interestingly, the triple knockout strains supported by the U1/U2:A71 mutant (which has the least amount of formylated species at steady state, Figure 1E) shows slowest growth among the three triple knockout strains in our E. coli knockout system. In addition, our study provides insights into bacterial protein synthesis and the delicate balance of protein factors and sequence elements in the acceptor stem of tRNA fMet that decide the fate of the bacterial i-tRNA (Figure 4).

Model for alternate fates of the bacterial initiator tRNA. Following aminoacylation by MetRS, the formylability of the initiator tRNA by Fmt determines its entry into either initiation (by binding of the formylated species to IF2) or elongation (by binding of the unformylated species to EFTu). Partitioning of tRNA fMet between various factors (Fmt/IF2 or EFTu) determines its fate in protein synthesis.

Model for alternate fates of the bacterial initiator tRNA. Following aminoacylation by MetRS, the formylability of the initiator tRNA by Fmt determines its entry into either initiation (by binding of the formylated species to IF2) or elongation (by binding of the unformylated species to EFTu). Partitioning of tRNA fMet between various factors (Fmt/IF2 or EFTu) determines its fate in protein synthesis.

We noted the existence of i-tRNA variants that harbor U1:A72 pair, U1:G72 wobble pair, or a G1:C72 pair in the acceptor stem in many of the sequenced bacterial genomes. Although not known so far, our observation provides a basis for the possibility of natural occurrence of a single tRNA system for initiation and elongation in at least some bacteria. Importantly, together with our earlier studies ( 26, 27), our current finding reinforces the use of E. coli as a model to investigate the evolutionary and mechanistic aspects of the mitochondrial protein synthesis.


Videoya baxın: Playboi Carti - Feel Like God slowed+reverb Lyrics M3tamorphosis Remix prod. miyokibeats (BiləR 2022).